بهبود جوانه ‎زنی و بنیه بذرهای دو رقم گندم در رژیم‌های آبیاری متفاوت با کاربرد متیل‌جاسمونات

. مقدمه

بذر به‌عنوان یکی از عوامل مهم در توسعه کشاورزی و افزایش تولید محصولات زراعی است. از این‌رو تولید بذر با کیفیت بالا از اهمیت ویژه‌ای برخوردار است. شرایط رشدی سخت مانند آب و هوای خشک می‌تواند عملکرد دانه را به‌شدت کاهش دهد (Passioura, 2006). تنش خشکی به‏طور مستقیم و غیر مستقیم با اثر بر متابولیسم بذر سبب کاهش درصد جوانه‌زنی بذرهای به­دست­آمده شده و با افزایش این تنش‌ها سرعت جوانه‌زنی و وزن خشک گیاهچه­ها را به‏طور معنی‌داری کاهش می‌دهد
 (Soltani et al., 2008). تقریباً کلیه واکنش‌های متابولیکی و هورمونی سلول تحت تأثیر کمبود آب قرار گرفته و تولید و فعالیت آنزیم‌ها و در نتیجه آن سنتز پروتئین کاهش یافته و حتی در تنش‌های شدید از بین رفته و در نهایت بر رشد سلول اثر می‌گذارد (Kafi & Mahdavi Damghani, 2002). Zafari et al. (2017) بیان کردند که هرچه مواد غذایی بذرهای مادری بیشتر باشد، میزان رشد ساقه‌چه و ریشه‌چه بیشتر خواهد بود و همچنین گیاهچه‌های قوی و سالم بیشتری تولید خواهد شد؛ ولی تنش خشکی با کاهش مواد ذخیره‌ای بذور مادری و کاهش وزن دانه منجر به کاهش رشد ساقه‌چه و ریشه‌چه شده و در نهایت منجر به تولید گیاهچه‌های ضعیف می‌شود.

تنش خشکی روی گیاه مادری با تأثیر بر انتقال مواد ذخیره‏ای از گیاه به بذر، سبب کاهش درصد و سرعت جوانه‌زنی بذر می‌شود (Attarzadeh et al., 2019). همچنین گزارش شده است که تنش‏های محیطی می‏تواند در طول دوره رشد گیاه مادری گندم بر کیفیت بذر تولیدی موثر باشد. به‏طوری­که Ahmadi & Baker (2001) نیز در بررسی اثر تنش خشکی روی گندم به این نتیجه رسیدند که مکانیزم‌های سنتز نشاسته در شرایط تنش خشکی حساس‌تر از مکانیزم‌های سنتز پروتئین هستند و بنابراین در شرایط تنش خشکی افت سنتز نشاسته بارزتر است. با وجود دستاوردهای مهم در جهـت درک پاسخ‌های فیزیولوژیکی و مولکولی گندم بـه کمبود آب، هنـوز فاصـله بزرگی بین عملکرد گندم در شرایط مطلوب و شـرایط تـنش خشکی وجود دارد
 (Cattivelli et al., 2008) و همچنین از طرفی در مقایسه با روش‌هـای اصلاحی که اغلب بلندمدت و هزینه‌بر می‌باشند، اسـتفاده از تنظیم­کننده‌های رشد آسانتر و ارزان­تر است (Bartels & Sunkar, 2005). نقش ضروری برخی از تنظیم­کننده‏های رشد در طول جوانه‏زنی بذر مشخص شده است. با­این­حال، فعل و انفعالات بین آنها در طول جوانه‏زنی بذر هنوز به وضوح بررسی نشده است (Xiao et al., 2018).

اسیدجاسمونیک و متیل­جاسمونات که در مجموع جاسمونات‌ها گفته می‌شود از مشتقات چربی‌ها و جزء تنظیم­کننده‌های مهم رشد گیاهی اسـت کـه در فرآیندهای مختلفی همچون جوانه‌زنی بذر، رشد ریشه، تعیین نمو گیاهچه، تشکیل غده، حرکت برگ، رسیدگی میوه و زوال برگ نقش دارد. این ترکیبات پیام‌رسان حیاتی، همچنین سازوکار دفاعی گیاه را در واکنش به تنش‎های زیستی و غیر زیستی تنظیم می‌کند (Dar et al., 2015). جاسمونات‌ها اثرات متنوعی بر فرآیندهای گیاه دارند، اثر کاربرد خارجی جاسمونات‌ها بر فرآیند جوانه‌زنی بذر بسیار وابسته به ترکیبات شیمیایی داخلی بذر است (Zalewski et al., 2010). به­منظور کاهش و احیای خسارت اکسایشی، سلول‌های گیاهی سازوکارهای آنتی­اکسـیدانی آنزیمی و غیر آنزیمی را در خود توسعه داده‌اند و قادرند گونه‌های فعال اکسیژن را پاکسازی کنند. این موارد شامل آنزیم‌هایی مانند کاتالاز، آسکوربات­پراکسیداز و گلوتاتیون­ردوکتاز است (Jain et al., 2015). استفاده خارجی از متیل­جاسمونات می‌تواند اثرات ناشی از تنش‌های مختلف خشکی و شوری را از طریق افزایش فعالیت آنتی‌اکسیدانی و افزایش رنگیزه‌های گیاهی تعدیل کند (Salimi et al., 2014). کاربرد خارجی متیل­جاسمونات از طریق بستن روزنه‌ها و تجمع اسمولیت‌ها، باعث افزایش ظرفیت گیاه برای حفظ میزان آب تحت شرایط تنش خشکی می‌شود. همچنین متیل­جاسمونات با افزایش هدایت هیدرولیکی ریشه از طریق کلسیم و آبسیزیک­اسید وابسته (ABA-وابسته) و مسیرهای انتقال پیام مستقل، می‌تواند جذب آب را تسهیل ‌کند (Sanchez-Romera et al., 2014). در نتیجه بهبود رشد گیاه مادری با جاسمونات در دوره تکوین بذر سبب افزایش قابلیت جوانه‏زنی و شاخص‏های کیفی بذر حاصل خواهد شد (Hasibi et al., 2008).

از­آنجایی­که مهم‌ترین مراحل نموی بذر در گیاه مادری دوره پر­شدن دانه است، بنابراین تنش خشکی در دوره تکوین بذر می‏تواند کیفیت بذرهای حاصل از گیاه مادری را تحت تأثیر قرار ‌دهد. گزارش‏های محققان نشان می‏دهد که تنظیم‏کننده‌های رشد اثرات مطلوبی بر کیفیت بذر گیاهان دارد. با­این­حال فقدان دانش علمی در­رابطه­با اثرات غلظت‏های مختلف تنظیم‏کننده‏های رشد وجود دارد. از­این­رو مدیریت بهتر استفاده از تنظیم‏کننده‏های رشد تحت شرایط تنش خشکی بخشی از نوآوری این پژوهش خواهد بود که می‏تواند در چشم‏انداز برای تولیدکنندگان بذر گندم مفید باشد. بنابراین هدف از پژوهش حاضر بررسی خصوصیات جوانه‏زنی و کیفیت بذرهای حاصل از دو رقم گندم پیشتاز و سیروان تحت تأثیر محلول‌پاشی گیاه مادری با متیل­جاسمونات در شرایط رژیم‏های مختلف آبیاری می‌باشد.

2. روش‎شناسی پژوهش

این طرح آزمایشی در دو سال زراعی 1395-1394 و 1396-1395 در مزرعه تحقیقاتی در استان فارس، ایران، با طول جغرافیایی 52 درجه و 41 دقیقه شرقی و عرض جغرافیایی 29 درجه و 58 دقیقه شمالی و ارتفاع 1595 متر از سطح دریا، با متوسط بارندگی سالانه ۳۶۵ میلی‌متر و درجه حرارت حداکثر ۴۱ و حداقل نه درجه سلسیوس انجام شد. اطلاعات مربوط به داده‌های هواشناسی در جدول 1 ارائه شده است. آزمایش به‌صورت اسپلیت­فاکتوریل در قالب طرح بلوک‌های کامل تصادفی با سه تکرار اجرا شد. عامل اصلی آزمایش رژیم‌های آبیاری در سه سطح؛ آبیاری کامل (بدون تنش)، قطع آبیاری از آغاز مرحله غلاف­رفتن (کد 45 زادوکس) و قطع آبیاری از مرحله شیری­شدن دانه (کد 71-72 زادوکس) بود (Zadoks et al., 1974). عامل فرعی فاکتوریل دو رقم گندم نان (سیروان و پیشتاز) و محلول‌پاشی غلظت‌های مختلف متیل‌جاسمونات (صفر، 50، 100 و 150 میکرومولار) بود.

عملیات کاشت در 23 آبان سال 1395 و 1396، با تراکم کاشت 400 بوته در متر مربع، در کرت‌هایی به طول چهار متر و عرض 6/1 متر با هشت ردیف کاشت به فاصله 20 سانتی‌متر اجرا شد. همه کرت‌های آزمایشی تا آغاز مرحله غلاف­رفتن یکسان و همزمان آبیاری شدند. محلول‌پاشی در اواخر فروردین­ماه هر دو سال (1395 و 1396) و در زمانی­که گوشوارک‌های برگ پرچم پدیدار شدند (کد 39 جدول زادوکس)، یک مرتبه و قبل از اعمال تنش‌ها، به مقدار 5/1 لیتر محلول برای هر کرت آزمایش انجام شد. کرت‌های با غلظت صفر متیل­جاسمونات با آب مقطر محلول‌پاشی شد. همراه با تهیه زمین، بر اساس نتایج آزمون خاک و توصیه آزمایشگاه، به­میزان 100 کیلوگرم در هکتار کود سوپرفسفات تریپل قبل از کاشت و 350 کیلوگرم در هکتار کود اوره در سه مرحله، که یک­سوم آن قبل از کشت، و دو سوم بقیه در دو مرحله در زمان شروع رشد ساقه، و آخرین آبیاری قبل از تنش، همراه با سیستم آبیاری اعمال شد. در طول دوره رشد کلیه عملیات وجین، کنترل علف‌های هرز و کوددهی به­روش دستی انجام شد. در زمان برداشت بوته‌ها از دو خط وسط هر کرت با حذف 5/0 متر از ابتدا و انتهای به‌عنوان حاشیه از هر کرت به طول چهار متر برداشت شدند.

بخش آزمایشگاهی این پژوهش با چهار تکرار انجام شد ودر هر تکرار تعداد 25 عدد بذر سالم برداشت شده به­طور تصادفی از هر تیمار انتخاب شد. بذرها پس از ضدعفونی با محلول هیپوکلریت سدیم پنج درصد به­مدت 30 ثانیه، درون پتری‌های 90 میلی‌متری استریل­شده روی کاغذ صافی منتقل شدند. سپس آب مقطر به­وسیله‌ی پیپت 5 سی‌سی به هر پتری‌ اضافه شد. سپس طبق قوانین ایستا پتری‌ها به ژرمیناتور با دما‌ی 25 درجه سلسیوس انتقال داده شدند و به­مدت 7 روز تعداد بذور جوانه‏زده شمارش شدند (Amiri et al., 2011). در روز آخر جوانه‌زنی، پس از شمارش تعداد کل بذرهای جوانه‌زده، طول ریشه‌چه و ساقه‌چه‌ی آن با خط‌کش بر حسب میلی‌متر اندازه‌گیری شد. وزن خشک گیاهچه (وزن خشک ریشه‏چه+وزن خشک ساقه‏‏چه) پس از قرار­گرفتن در آون 75 درجه سلسیوس به­مدت 24 ساعت تعیین شد. برای محاسبه درصد و سرعت جوانه‏زنی (Maguire, 1962;
Nichols & Heydecker, 1986) از رابطه 1 و 2 محاسبه شد. همچنین برای محاسبه شاخص طولی و وزنی بنیه گیاهچه (Abdulbaki & Anderson, 1975) نیز از رابطه‌های 3 و 4 استفاده شد.

رابطه 1، درصد جوانه‌زنی

100× (تعدادکل بذرها / تعداد بذرهای جوانه­زده) = درصد جوانه‌زنی

راﺑﻄﻪ 2، ﺳﺮﻋﺖ ﺟﻮاﻧﻪزﻧﯽ

GR=Σ

Ni, تعداد بذرهای جوانه‌زده در روز، Ti، روز از زمان شروع آزمایش

رابطه 3، بنیه طولی گیاهچه

100/ (طول گیاهچه (سانتی‌متر) × درصد جوانه‌زنی استاندارد) = شاخص طولی بنیه گیاهچه

رابطه 4، بنیه وزنی گیاهچه

 100/ (وزن خشک گیاهچه (میلی‌گرم) × درصد جوانه‌زنی استاندارد) = شاخص وزنی بنیه گیاهچه

به­منظور اندازه‌گیری گلوتن مرطوب (AACC, 2000)، ابتدا 10 گرم نمونه آرد گندم را وزن کرده و در یک بشر ریخته و سپس پنج میلی‌لیتر NaCl 2% (2 گرم NaCl در 100 میلی‌لیتر آب مقطر) به آن اضافه شد تا خمیر تشکیل شود. سپس آن‌را به­مدت 3-2 دقیقه به حال خود رها کرده تا گلوتن آب را جذب کند و شبکه گلوتنی تشکیل شود و سپس با آب شستشو داده شد. پس از اتمام شستشو گلوتن باقی­مانده را بین دوصفحه شیشه‌ای به­صورت لایه نازکی درآورده تا آب نمک احتمالی باقی‌مانده در خمیر کاملاً گرفته شود، سپس وزن کرده و در نهایت درصد گلوتن مرطوب از رابطه 5 حساب می‌شود.

رابطه 5، درصد گلوتن مرطوب بذر                                                 

استخراج نشاسته با روش (McCready et al., 1950) صورت گرفت. برای اندازه‌گیری میزان نشاسته بذر، 2/0 میلی‌لیتر از سوپرناتانت (و همچنین استانداردهای گلوکز تهیه­شده) با سه میلی‌لیتر معرف آنترون مخلوط شده و محلول به­دست آمده به­مدت 20 دقیقه جوشانده شد. بعد از سردشدن میزان جذب نمونه‌ها و استانداردهای گلوکز در طول موج 620 نانومتر اندازه‌گیری شدند. غلظت قندهای محلول ابتدا با مقایسه با استانداردهای گلوکز محاسبه شد و سپس محتوای نشاسته از رابطه 6 تعیین شد.

رابطه 6،                                                                [(C×(V/a) ×0.9] /(W×106)]×100 =درصد محتوای نشاسته

که در این رابطه عدد 9/0 ضریب نشاسته حاصل از تبدیل آن به گلوکز؛ 106 برای ضریب تبدیل گرم به میکروگرم؛ C مقدار گلوکز (میکروگرم) به­دست­آمده حاصل از منحنی استاندارد؛ V حجم کل محلول استخراج­شده (میلی‌لیتر)؛ a حجم محلول نمونه استفاده­شده برای تولید رنگ؛ W وزن نمونه (گرم) می‌باشند. جهت اندازه‌گیری کمی پروتئین از روش (Bradford, 1976) استفاده شد. اساس روش برادفورد بر اتصال کوماسی‌برلیانت‌بلوجی 250 به پروتئین در محیط اسیدی و تعیین جذب ماکزیمم از 465 تا 595 نانومتر می‌باشد. به‌منظور اندازه‌گیری پروتئین محلول، ابتدا استخراج عصاره پروتئینی از بذرهای آبنوشی­شده، به­روش
 (Kar & Mishra, 1976) استفاده شد. فاز بالایی عصاره (سوپرناتانت) به‌دست‌آمده برای اندازه‌گیری فعالیت دو آنزیم کاتالاز (Aebi, 1984) و پراکسیداز بذر (Dean, 1985) و همچنین مقدار پروتئین محلول بذر مورداستفاده قرار گرفت.

برای تجزیه و تحلیل داده‏ها آزمون بارتلت روی کلیه‌ی صفات مورد بررسی انجام شد و سپس هنگامی‌که واریانس خطای صفات در دو سال متوالی تکرار آزمایش همگون بودند، تجزیه‌ی مرکب داده‌ها با استفاده از نرم‏افزارSAS  صورت گرفت؛ در غیر این صورت برای هر سال جدا تجزیه واریانس انجام شد. در صورت معنی‌دار­شدن اثر متقابل برش‌دهی انجام شد و برای مقایسه‌ میانگین‌ها آزمون حداقل میانگین مربعات (LSD) در سطح 5% استفاده شد.

3. یافته­های پژوهش و بحث

نتایج تجزیه واریانس مرکب داده‌ها نشان داد که برهمکنش سال، رژیم آبیاری، رقم و سطوح متیل­جاسمونات برای صفت درصد جوانه‌زنی در سطح احتمال خطای یک درصد و برای صفات شاخص طولی و وزنی بنیه گیاهچه در سطح احتمال خطای پنج درصد معنی‌دار شد. برای صفت سرعت جوانه‌زنی برهمکنش سال، رژیم آبیاری و رقم در سطح پنج درصد و برهمکنش رژیم آبیاری، رقم و سطوح متیل­جاسمونات در سطح احتمال خطای یک درصد معنی‌دار شد (جدول 2).

1-3. درصد و سرعت جوانه‌زنی

مقایسه میانگین‌ها نشان داد که در شرایط آبیاری کامل، در رقم پیشتاز در سال اول بین سطوح متیل­جاسمونات اختلاف آماری معنی‌داری برای درصد جوانه‌زنی وجود نداشت، ولی در سال دوم با کاربرد 100 میکرومولار متیل­جاسمونات افزایش 23/8 درصدی در درصد جوانه‌زنی حاصل شد که با سطح 50 میکرومولار هورمون تفاوت معنی‌داری نداشت (جدول 3). در این شرایط آبیاری در رقم سیروان کاربرد 100 میکرومولار متیل­جاسمونات در مقایسه با سطح بدون کاربرد هورمون در سال اول و دوم به­ترتیب سبب افزایش 61/7 و 64/13 درصدی درصد جوانه‌زنی شد.

در قطع آبیاری از آغاز مرحله غلاف­رفتن در رقم پیشتاز بیشترین میزان جوانه‌زنی در سال اول با کاربرد 50 میکرومولار متیل­جاسمونات به­دست آمد که با سطح 100 میکرومولار کاربرد هورمون و سطح بدون کاربرد هورمون اختلاف معنی‌داری نداشت. در سال دوم درصد جوانه‌زنی با کاربرد 100 میکرومولار متیل­جاسمونات به­دست آمد که با سطح 50 میکرومولار اختلاف معنی‌داری نداشت. همچنین در قطع آبیاری از آغاز مرحله غلاف­رفتن در رقم سیروان بیشترین میزان جوانه‌زنی در هر دو سال در مقایسه با سطح بدون کاربرد هورمون با کاربرد 100 میکرومولار متیل­جاسمونات به­ترتیب با 42/16و 43/11 درصد افزایش به­دست آمد.

در قطع آبیاری در مرحله شیری­شدن دانه در رقم پیشتاز در سال اول و دوم بیشترین جوانه‌زنی در غلظت 50 میکرومولار متیل­جاسمونات مشاهده شد که نسبت به 150 میکرومولار متیل­جاسمونات و بدون کاربرد هورمون اختلاف معنی‏داری نشان نداد. همچنین در این سطح آبیاری در رقم سیروان در سال اول بیشترین جوانه‌زنی در 150 میکرومولار متیل­جاسمونات مشاهده شد، اما در سال دوم تفاوت آماری معنی‌داری بین سطوح مختلف هورمون وجود نداشت (جدول 3).

در­رابطه­با سرعت جوانه‌زنی، می‌توان بیان کرد که در شرایط آبیاری کامل، در رقم پیشتاز بین غلظت‌های متیل­جاسمونات تفاوت آماری معنی‌داری وجود نداشت، اما در رقم سیروان، غلظت 100 میکرومولار سبب افزایش 43/13 درصدی سرعت جوانه‌زنی نسبت به عدم کاربرد هورمون شد. در قطع آبیاری از آغاز مرحله غلاف­رفتن و شیری­شدن دانه، سرعت جوانه‌زنی در رقم پیشتاز در سطح 100 میکرومولار افزایش 28/18 و 69/47 درصدی نسبت به سطح بدون کاربرد هورمون داشت (جدول 3). در قطع آبیاری در مرحله شیری­شدن دانه، سرعت جوانه‌زنی در رقم سیروان بین سطوح مختلف هورمون با عدم کاربرد هورمون تفاوت معنی‏داری وجود نداشت (جدول 3). در سال اول، بیشترین سرعت جوانه‌زنی در شرایط آبیاری کامل و قطع آبیاری در مرحله شیری­شدن دانه مشاهده شد، به‏طوری­که در رقم پیشتاز به‌ترتیب 3/8 و 57/7 درصد افزایش نسبت به رقم سیروان مشاهده شد. در شرایط آبیاری کامل و قطع آبیاری در مرحله شیری­شدن دانه بین ارقام از نظر سرعت جوانه‌زنی در سال دوم تفاوتی مشاهده نشد. در شرایط قطع آبیاری از آغاز مرحله غلاف­رفتن، بیشترین سرعت جوانه‌زنی در سال اول در رقم سیروان با 73/8 درصد افزایش نسبت به رقم پیشتاز، ولی در سال دوم در رقم پیشتاز با 43/10 درصد افزایش نسبت به رقم سیروان به­دست آمد (جدول 4).

چنین به نظر می‏رسد که کاهش جذب آب به­وسیله بذر در اثر اعمال تنش قطع آبیاری منجر به کاهش درصد و سرعت جوانه‏زنی بذر ارقام پیشتاز و سیروان شده است. از سوی دیگر با نگاهی به نتایج مشخص شد که استفاده از متیل­جاسمونات توانست تا حدودی سبب افزایش سرعت جوانه‌زنی شود. از نتایج آزمایش می‌توان بیان کرد که متیل­جاسمونات به­عنوان یک بهبوددهنده احتمالاً می‌تواند سبب کاهش اثرات ناشی از تنش خشکی شود و با افزایش شاخص‌های جوانه‌زنی مثل درصد و سرعت جوانه‌زنی در بهبود رشد هر دو رقم مؤثر باشد. نتایج نشان داد که هرچند بیشترین درصد جوانه‌زنی در شرایط آبیاری کامل اتفاق افتاده است ولی با اعمال تنش و کند­شدن فعالیت‌های آنزیمی و کاهش سرعت بیوسنتزهای سلولی، کاربرد هورمون متیل­جاسمونات توانست تاحدی این کاهش را جبران کرده و درصد جوانه‌زنی را افزایش دهد. همچنین احتمال دارد که تفاوت در درصد جوانه‌زنی بذور ارقام مربوط به تفاوت در خصوصیات ژنتیکی این دو نوع بذر باشد. نتایج به وضوح نشان می‌دهد که هر رقم، دارای نیازهای جوانه‌زنی و واکنش به تنش خشکی بسیار خاصی می‌باشد و نیز بر حسب شرایط اقلیمی حاکم در زمان رشد و تولید بذر، جوانه‌زنی متفاوتی نشان می‌دهد.

احتمال دارد که تفاوت در درصد جوانه‌زنی بذور ارقام مربوط به تفاوت در خصوصیات ژنتیکی این دو نوع بذر باشد. به­طور کلی تنش بر بذرهای گیاه مادری اثر منفی دارد که کاربرد هورمون سبب کاهش اثرهای منفی حاصل از تنش بر بذرها می‌شود و در نهایت سبب افزایش جوانه‌زنی بذور هر دو رقم شد. اثرات پیش­تیمار تنش خشکی روی درصد و سرعت جوانه‌زنی نشان­دهنده تغییراتی می‌باشد که تنش خشکی در هنگام پر­شدن دانه و نمو آن بر اجزای آن می‌گذارد. یافته‌های این مطالعه حاکی از اختلاف درصد جوانه‌زنی در بین ارقام بود. به­طور کلی بذرهای تنش­دیده در زمان نمو و پر­شدن دانه در محیط مادری درصد جوانه‌زنی کمتری داشتند که این کاهش می‌تواند در نتیجه تغییر هورمون‌های درونی بذور در راستای جلوگیری از مواجهه مجدد با تنش و به­تعویق­انداختن جوانه‌زنی بذور باشد (Kubalaa et al., 2015)؛ ولی کاربرد هورمون بر گیاه مادری سبب افزایش درصد جوانه‌زنی نسبت به شاهد شد.

.Rahoui et al (2010) بیان کردند از علل کاهش سرعت جوانه‌زنی می‌توان به این مورد اشاره کرد که احتمالاً غشای سلولی که یکی از نقاط مهم بذر می‌باشد به شدت آسیب می‌بیند و این امر سبب نشت مواد سلولی به بیرون شده و کاهش بنیه بذر را به همراه خواهد داشت. محققان نیز واکنش متفاوت گیاهان نسبت به تنش خشکی را به عوامل مختلفی از جمله جذب کمتر آب توسط گیاه مادری و در نهایت بذر نسبت داده‏اند (Attarzadeh et al., 2019). بسیاری از گزارش‏های محققان نشان می‏دهد که کاهش مولفه‏های جوانه‏‏زنی در اثر اعمال تنش خشکی در نتیجه کاهش بیان سنتز هورمون‏ها و آنزیم‏های موثر در جوانه‏زنی می‏باشد که در نهایت باعث کاهش درصد و سرعت جوانه‏زنی می‏شود (Yao et al., 2019). از سوی دیگر برخی تنظیم­کننده‏های رشد مثل جاسمونات‌ها می‏تواند از طریق ایجاد تعادل در سطح آنزیم‏ها و تنظیم فرآیند‏های فیزیولوژیکی باعث بهبود مولفه‏های جوانه‏زنی شود (Ghafari & Tadayon, 2020).

2-3. شاخص بنیه طولی و وزنی گیاهچه

در سطح آبیاری کامل، بیشترین شاخص بنیه طولی گیاهچه نیز در رقم پیشتاز در هر دو سال مربوط به کاربرد 100 میکرومولار هورمون بود و به­ترتیب نسبت به عدم کاربرد هورمون 26/16 و 71/17 درصد افزایش یافت که در سال اول با سطح 150 میکرومولار اختلاف معنی‌داری وجود نداشت. در سطح آبیاری کامل، در رقم پیشتاز در هر دو سال بیشترین شاخص بنیه وزنی گیاهچه در سطح 100 میکرومولار بود که اختلاف معنی‌داری با کاربرد 50 میکرومولار متیل­جاسمونات نداشت. در رقم سیروان در این سطح آبیاری، غلظت 100 میکرومولار در هر دو سال اجرای آزمایش سبب افزایش شاخص بنیه طولی گیاهچه به‌ترتیب 5/23 و 67/29 درصد و افزایش شاخص بنیه وزنی 38/24 و 38/46 درصد نسبت به عدم کاربرد هورمون شد (جدول 3).

تغییرات شاخص بنیه‌ بذر با قطع آبیاری روند کاهشی را نشان داد. در هر دو رقم در شرایط قطع آبیاری از آغاز مرحله غلاف­رفتن، بیشترین شاخص بنیه طولی نیز در هر دو سال در غلظت 100 میکرومولار مشاهده شد که در سال اول با سطوح 50 میکرومولار متیل­جاسمونات و سطح بدون کاربرد هورمون تفاوت آماری معنی‌داری نداشت. در شرایط قطع آبیاری از آغاز مرحله غلاف­رفتن، در هر دو سال، در رقم پیشتاز غلظت 100 میکرومولار هورمون سبب افزایش 81/14 و 26/23 درصدی شاخص وزنی بنیه گیاهچه نسبت به عدم کاربرد هورمون شد. در قطع آبیاری از آغاز مرحله غلاف­رفتن، غلظت 100 میکرومولار در رقم سیروان به‌ترتیب سبب افزایش 69/37 و 70/26 درصد شاخص طولی بنیه گیاهچه و 32/75 و 46/58 درصدی شاخص وزنی بنیه گیاهچه نسبت به عدم کاربرد هورمون در هر دو سال آزمایش شد (جدول 3).

در هر دو رقم در شرایط قطع آبیاری در مرحله شیری­شدن دانه، کاربرد هورمون موجب افزایش شاخص طولی بنیه شد، اما بین سطوح 50 و 100 میکرومولار و سطح بدون کاربرد هورمون در سال اول و بین سطوح 50 و 100 میکرومولار در سال دوم اختلاف معنی‌داری در افزایش بنیه طولی وجود نداشت. در شرایط قطع آبیاری در مرحله شیری­شدن دانه در رقم پیشتاز در سال اول بین تمام سطوح متیل­جاسمونات در افزایش بنیه وزنی اختلاف معنی‌داری وجود نداشت. در سال دوم هم بین سطوح 100 و 150 میکرومولار هورمون اختلاف معنی‌داری در افزایش این بنیه وجود نداشت. در رقم سیروان در این شرایط آبیاری غلظت 100 میکرومولار سبب افزایش به‌ترتیب 13/31، 93/30 درصدی شاخص طولی بنیه گیاهچه و 93/40 و 05/44 درصدی شاخص وزنی بنیه گیاهچه نسبت به عدم کاربرد هورمون در هر دو سال شد، ولی در سال اول برای صفت شاخص بنیه طولی بین سطوح 100 و 150 میکرومولار اختلاف معنی‌داری وجود نداشت (جدول 3).

از­آنجایی­که استقرار مطلوب گیاهچه‌ها در شرایط مزرعه حائز اهمیت است، گیاهچه‌هایی باید انتخاب شوند که علاوه بر درصد جوانه‌زنی مطلوب، طول یا وزن ریشه‌چه و ساقه‌چه بالاتری نیز داشته باشند که این پارامترها تحت عنوان شاخص بنیه بذر بیان اندازه‌گیری می‌شوند. در این پژوهش با افزایش شدت تنش و در سطوح قطع آبیاری از میزان بنیه طولی و وزنی کاسته شد. اثرات پیش­تیمار تنش خشکی روی ارقام مورد آزمایش نشان­دهنده تأثیرپذیری بذور هر دو رقم از تنش خشکی در محیط مادری می‌باشد. نتایج حاصل حاکی از این است که اعمال تنش خشکی باعث تولید بذوری با طول و وزن کمتر و جوانه‌زنی پایین‌ می‏شود. سایر مطالعات نیز نشان دادند که تنش خشکی روی گیاه مادری سبب کاهش ضخامت پوسته بذر و افزایش نفوذپذیری غشاء سلولی شده و در نتیجه باعث کاهش بنیه بذر می‏شود (Atarod et al., 2012). کاهش شاخص بنیه طولی و وزنی گیاهچه به­واسطه وجود تنش خشکی روی گیاه مادری توسط دیگر محققان نیز گزارش شده است (Parsaie et al., 2020). آنها گزارش کردند که محلول‌پاشی تنظیم­کننده‏های رشد یک روش موثر برای افزایش تحمل گیاه در شرایط تنش خشکی بوده و نقش ویژه‌ای در حفاظت گیاه در برابر تنش ایجاد می‌کند. بنابراین محلول‌پاشی متیل­جاسمونات در شرایط تنش یک روش مناسب جهت ارتقاء عملکرد کمی و کیفی بذر محسوب می‌شود (Tayyab et al., 2020). در این آزمایش نیز با افزایش میزان کاربرد متیل­جاسمونات تا سطح 100 میکرومولار هورمون، روند افزایشی در شاخص‌های بنیه طولی و وزنی و دیگر شاخص‌های جوانه‌زنی مشاهده شد، ولی با افزایش به سطح 150 میکرومولار متیل­جاسمونات این شاخص‌ها کاهش پیدا کرد. Mohamadian et al. (2018) گزارش دادند که به­کاربردن متیل­جاسمونات باعث افزایش شاخص‌های جوانه‌زنی و بنیه گیاهچه استویا(Stevia rebaudiana)  تحت تنش اسمزی شد.

3-3. درصد پروتئین بذر

برهمکنش رژیم آبیاری، رقم و متیل­جاسمونات برای پروتئین بذر در هر دو سال در سطح احتمال خطای یک درصد معنی‌دار شد (جدول 5). مقایسه میانگین‌ها برای پروتئین بذر نشان داد که در شرایط آبیاری کامل در رقم پیشتاز در سال اول با کاربرد تیمار 100 میکرومولار متیل­جاسمونات درصد پروتئین بذر نسبت به سطح بدون کاربرد هورمون افزایش داشت، ولی در سال دوم سطح بدون کاربرد هورمون کمترین درصد پروتئین را دارا بود و بین سطوح تیمار متیل­جاسمونات اختلاف آماری معنی‌داری وجود نداشت (جدول 6). همچنین در رقم سیروان در هر دو سال در این سطح از آبیاری، غلظت 100 میکرومولار متیل­جاسمونات سبب افزایش درصد پروتئین بذر نسبت به سطح عدم کاربرد هورمون شد.

قطع آبیاری از آغاز مرحله غلاف­رفتن نسبت به آبیاری کامل، سبب افزایش درصد پروتئین بذر در هر دو سال در رقم سیروان و سال اول در رقم پیشتاز شد که غلظت 100 میکرومولار و عدم کاربرد هورمون به­ترتیب بیشترین و کمترین میزان پروتئین بذر را نشان دادند. در قطع آبیاری در مرحله شیری­شدن دانه، در رقم پیشتاز در سال اول بین سطوح 50 و 150 میکرومولار در افزایش درصد پروتئین اختلاف آماری معنی‌داری وجود نداشت، ولی در سال دوم تیمار 100 میکرومولار متیل­جاسمونات سبب افزایش میزان پروتئین بذر شد. در رقم سیروان نیز در سال اول سطوح 100 و 150 میکرومولار متیل­جاسمونات سبب افزایش درصد پروتئین شدند و در سال دوم نیز غلظت 100 میکرومولار، بیشترین میزان پروتئین بذر را نشان داد. به‏طور کلی در شدیدترین حالت تنش بیشترین درصد پروتئین بذر در رقم پیشتاز مشاهده شد و در سال دوم میزان این افزایش به مراتب بیشتر از سال اول بود (جدول 3). با افزایش شدت تنش در مرحله غلاف­رفتن به­میزان پروتئین بذر افزوده شد. در بیشتر سطوح آبیاری، تیمار 100 میکرومولار متیل­جاسمونات سبب افزایش میزان پروتئین بذر شد. طبق دیگر مطالعات افزایش محتوای پروتئین به­وسیله تنظیم­کنند‌گان رشد گیاهی نظیر متیل­جاسمونات ممکن است به­علت تشکیل شبکه آندوپلاسمی باشد که محیط مناسبی را برای افزایش پلی­ریبوزوم  mRNA فراهم می‌کند (Kim et al., 2007).

گزارش شده است که متیل­جاسمونات باعث سنتز برخی از پروتئین‌های خاص مانند پروتئین های مربوط به تنش در دمای بالا و همچنین اکسیدازهای جانشین می‌شود (Ding et al., 2004). همچنین با افزایش شدت تنش به میزان پروتئین بذر افزوده شد. در مورد میزان پروتئین دانه نیز می‏توان نتیجه گرفت که تنش باعث افزایش میزان تنفس در دانه می‏شود، لذا چرخه کربس با سرعت بیشتری به کار می‏افتد و در نتیجه مواد حدواسط تولیدی این چرخه مانند آلفا-کتوگلوتاریک که یکی از پیش‏سازهای اسیدآمینه است بیشتر تولید می‏شود. از طرفی افزایش تنفس باعث افزایش کارکرد چرخه‏های پنتوز­فسفات و تولید اریتروز 4-فسفات و زنجیره گلیکولیز و تولید فسفواینول پیروات می‏شود. این دو ماده پس از ورود به چرخه شیکمیک­اسید تولید ترکیبات نیتروژن‏دار از جمله اسیدآمینه گلیسین، تریپتوفان، ... می‏کنند. نتیجه چنین فرآیندهایی این است که انرژی بیشتری صرف ساختن پروتئین نسبت به کربوهیدرات می‏شود (Taşgın et al., 2006).

4-3. میزان فعالیت آنزیم‌های کاتالاز و پراکسیداز در بذر

برهمکنش رژیم آبیاری، رقم و متیل­جاسمونات برای فعالیت پراکسیداز بذر در سال دوم در سطح احتمال خطای یک درصد معنی‌دار شد. برهمکنش رژیم آبیاری و رقم، رژیم آبیاری و متیل­جاسمونات، رقم و متیل­جاسمونات در سال اول برای فعالیت کاتالاز و پراکسیداز بذر در سطح احتمال خطای یک درصد معنی‌دار شد. برهمکنش رقم و متیل­جاسمونات و همچنین اثر رژیم آبیاری و متیل جاسمونات برای فعالیت کاتالاز بذر در سال دوم در سطح احتمال خطای یک درصد معنی‌دار شد (جدول 5). بیشترین میزان فعالیت کاتالاز بذر در شرایط آبیاری کامل و قطع آبیاری در مرحله شیری­شدن دانه در تیمار کاربرد 100 میکرومولار متیل­جاسمونات به­دست آمد که در مقایسه با سطح بدون کاربرد هورمون به‌ترتیب 24/115 و 69/54 درصد افزایش داشت. همچنین در اعمال تنش در آغاز مرحله غلاف­رفتن، بیشترین فعالیت کاتالاز در تیمار 150 میکرومولار مشاهده شد که نسبت به سطح بدون کاربرد هورمون افزایش 09/39 درصدی نشان داد (جدول 6).

در شرایط آبیاری کامل، میزان فعالیت کاتالاز بذر در رقم پیشتاز نسبت به رقم سیروان افزایش معنی‏داری نشان داد، هر چند که در سطوح قطع آبیاری بین ارقام اختلاف معنی‌داری وجود نداشت (جدول 4). در رقم پیشتاز، تیمار 100 میکرومولار متیل­جاسمونات در سال اول و دوم به‌ترتیب 12/68 و 19/69 درصد افزایش در میزان فعالیت کاتالاز بذر نسبت به سطح بدون کاربرد هورمون نشان داد (جدول 7). همچنین در رقم سیروان در سال اول بین تیمار غلظت‌های 100 و 150 میکرومولار و در سال دوم نیز بین سطوح کاربرد هورمون اختلاف معنی‌داری در فعالیت کاتالاز وجود نداشت وجود نداشت، ولی به‏طور کلی کاربرد هورمون در هر دو سال سبب افزایش فعالیت آنزیم کاتالاز شدند (جدول 7). میزان فعالیت کاتالاز بذر در شرایط قطع آبیاری بیشتر از شرایط آبیاری کامل بود و بین سطوح قطع آبیاری از آغاز مرحله غلاف­رفتن و شیری­شدن دانه نیز اختلاف معنی‌داری وجود نداشت (جدول 8).

در شرایط آبیاری کامل در سال دوم، در رقم سیروان با کاربرد تیمار 150 میکرومولار متیل­جاسمونات 8/46 درصد افزایش در میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز در مقایسه با سطح بدون کاربرد هورمون به­دست آمد. در شرایط قطع آبیاری از آغاز مرحله غلاف­رفتن و شیری­شدن دانه، میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز در سطوح مختلف غلظت متیل­جاسمونات اختلاف معنی‌داری وجود نداشت (جدول 3). در قطع آبیاری در مرحله شیری­شدن دانه، غلظت تیمار 100 و 150 میکرومولار متیل­جاسمونات سبب افزایش فعالیت پراکسیداز بذر شد اما این افزایش معنی‌دار نبود (جدول 6). همچنین با قطع آبیاری از آغاز مرحله غلاف­رفتن بیشترین میزان فعالیت پراکسیداز وجود داشت (جدول 6).

میزان فعالیت پراکسیداز بذر در تمامی سطوح رژیم آبیاری در رقم پیشتاز بیشتر از رقم سیروان بود (جدول 4). در رقم پیشتاز در سال اول کمترین میزان فعالیت پراکسیداز بذر در غلظت‌ 150 میکرومولار متیل­جاسمونات مشاهده شد. همچنین در رقم سیروان، میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز بذر بین سطوح مختلف غلظت متیل­جاسمونات اختلاف معنی‌داری وجود نداشت (جدول 7). از نتایج آزمایش می‌توان بیان کرد که متیل­جاسمونات به­عنوان یک بهبود­دهنده احتمالاً می‌تواند با افزایش فعالیت آنزیم‏های آنتی‏اکسیدانی سبب بهبود شاخص‌های جوانه‌زنی شود. بنابراین افزایش در شاخص‌های جوانه‌زنی مثل درصد و سرعت جوانه‌زنی در بهبود رشد هر دو رقم مؤثر خواهد بود. مشابه ‌با این نتایج در مورد تأثیر متیل­جاسمونات بر فعالیت آنزیم‌های آنتی­اکسیدان، گزارش شده است که در تنش کادمیم نیز، تیمار متیل­جاسمونات موجب افزایش فعالیت آنزیم‌های آنتی­اکسـیدان و بهبود تحمل به تنش می‌شود
 (Singh & Shah, 2014). Salimi et al. (2014) نیز بیان کردند که استفاده خارجی از متیل­جاسمونات می‌تواند اثرات ناشی از تنش‌های مختلف از جمله شوری و خشکی را از طریق افزایش فعالیت آنتی­اکسیدانی و افزایش رنگیزه‌های گیاهی تعدیل کند.

5-3. محتوای گلوتن دانه

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که در سال اول اثر اصلی رژیم آبیاری و متیل­جاسمونات و برهمکنش رقم و متیل­جاسمونات برای گلوتن در سطح احتمال خطای یک درصد معنی‌دار شد و در سال دوم نیز هر سه اثر اصلی سه تیمار و برهمکنش رژیم آبیاری و متیل­جاسمونات و همچنین رقم و متیل­جاسمونات در سطح احتمال خطای یک درصد معنی‌دار شد (جدول 5). بیشترین میزان گلوتن در غلظت 100 میکرومولار متیل­جاسمونات به­دست آمد، به‏طوری­که در سال اول و دوم رقم پیشتاز به­ترتیب افزایش 88/31 و 25/9 درصدی و رقم سیروان افزایش 2/15 و 81/13 درصدی در مقایسه با سطح بدون کاربرد هورمون نشان دادند (جدول 7). همچنین در سال دوم اجرای آزمایش، در همه سطوح رژیم آبیاری، بیشترین میزان گلوتن دانه با کاربرد 100 میکرومولار متیل­جاسمونات مشاهده شد (جدول 6). نتایج همچنین نشان می‏دهد که در سال دوم آزمایش، سطوح قطع آبیاری از آغاز مرحله غلاف­رفتن و مرحله شیری­شدن دانه سبب افزایش میزان گلوتن نسبت به آبیاری کامل شد (جدول 8).

در این پژوهش کمتر­بودن مقدار گلوتن در شاهد احتمالاً به­دلیل تجمع بیشتر نشاسته در دانه‌ها به­علت طولاتی‌تر بودن طول دوره رشد دانه در مقایسه با شرایط تنش است. با کاربرد 100 میکرومولار از متیل­جاسمونات میزان گلوتن در هر دو رقم افزایش یافت. Ozturk & Aydin 2004)) بیان کردند که در شرایط تنش، درصد پروتئین و میزان گلوتن افزایش یافت. همچنین اثر تنش زودهنگام روی کیفیت بذر کمتر از تنش دیرهنگام بود. محققان گزارش کردند که تنش خشکی، کیفیت دانه گندم را به­واسطه ترکیبات گلوتنین و گلیادین را تحت تاثیر قرار خواهد داد. بنابراین آنها مشخص کردند که تنش باعث تحت تأثیر قرار­گرفتن میزان پروتئین شده و درصد پروتئین در شرایط تنش افزایش می‏یابد (Phakela et al., 2021). از عوامل تأثیرگذار بر محتوای گلوتن دانه و کیفیت آن، علاوه­بر اختلافات ژنوتیپی، شرایط محیطی است (Taşgın et al., 2006).

6-3. محتوای نشاسته دانه

برهمکنش سال، رژیم آبیاری، رقم و سطوح متیل­جاسمونات برای محتوای نشاسته در سطح احتمال خطای یک درصد معنی‌دار شد (جدول 2). در شرایط آبیاری کامل در رقم پیشتاز و سیروان در سال اول و دوم، بیشترین محتوای نشاسته دانه در تیمار 100 میکرومولار متیل­جاسمونات مشاهده شد (جدول 3). قطع آبیاری از آغاز مرحله غلاف­رفتن و شیری­شدن دانه سبب کاهش محتوای نشاسته شد. از سوی دیگر در قطع آبیاری از آغاز مرحله غلاف­رفتن و شیری­شدن دانه، تیمار 100 میکرومولار متیل­جاسمونات در افزایش محتوای نشاسته افزایش معنی‌داری نسبت به عدم کاربرد هورمون نشان داد. به‏طور کلی در تیمار 100 میکرومولار در هر دو رقم حداکثر محتوای نشاسته وجود داشت که البته میزان آن در شرایط آبیاری کامل و در رقم سیروان، بیشتر از سایر سطوح اعمال تنش بود (جدول 3). به‏طور کلی تنش سبب کاهش میزان نشاسته می‌شود. کاهش نشاسته می‌تواند به­دلیل تجزیه­شدن آن به واحدهای کوچک‌تر و در نتیجه انباشتگی قندهای محلول در سلول باشد (Alaoui et al., 2003). کاربرد غلظت 100 میکرومولار متیل­جاسمونات سبب افزایش نشاسته در همه سطوح آبیاری شد. افزایش فعالیت آنزیم آلفاآمیلاز به هنگام تنش آب موجب تجزیه نشاسته و تبدیل این درشت مولکول به واحدهای کوچک‌تر مانند گلوکز شده و با افزایش قندهای محلول، به تنظیم اسمزی و حفظ آب سلول کمک می‌کند و از­آنجایی‌که نشاسته به‌عنوان یک منبع کربنی در تنش کم‌آبی برای تنفس و رشد گیاه به مصرف می‌رسد، لذا کاهش در میزان نشاسته می‌تواند به این دلیل باشد. نشاسته ممکن است نقش مهمی در تجمع قندهای محلول در سلول‌ها داشته ‌باشد. کاهش نشاسته ممکن است در پاسخ به تنش خشکی رخ دهد (Patakas & Noitsakis, 2001). افزایش در غلظت‌های قندهای محلول هم‌زمان با کاهش در میزان نشاسته توسط Ketabchi & Shahrtash (2011) مشاهده شد. یکی از اولین آنزیم‌ها در سنتز نشاسته، گلوکز­یک­فسفات­آدنیل­ترانسفراز است که در شرایط تنش، فراوانی آن به‌طور معنی‌داری کاهش می‌یابد
(Majoul et al., 2003). در پاسخ به تنش خشکی، وضعیت کربوهیدرات‌های برگ تغییر می‌کند و این امر ممکن است به­صورت یک سیگنال متابولیکی در پاسخ به تنش انجام شود (Chaves et al., 2003). در حالی‌که سنتز نشاسته به‏طور معمول تحت بازدارندگی شدید و حتی تحت شرایط کمبود آب متوسط است، غلظت قندهای محلول به‏طور کلی یا افزایش می‌یابد یا حداقل تحت شرایط تنش ثابت باقی می‌ماند (Pinheiro et al., 2001). Ramak et al. (2015) گزارش کردند که میزان نشاسته در شرایط تنش در دو گونه اسپرس مورد مطالعه نسبت به گیاهان شاهد بسیار کمتر بود.

4. نتیجه‌گیری

نتایج این پژوهش نشان داد که در سطوح تنش خشکی و آبیاری کامل، رقم سیروان نسبت به رقم پیشتاز حداکثر درصد جوانه‌زنی، بنیه طولی و وزنی بیشتری دارا بود که نشان‌دهنده تحمل بالاتر این رقم در شرایط تنش خشکی می‏باشد. همچنین نتایج این تحقیق نشان داد که افزایش تنش خشکی اعمال­شده روی گیاه مادری باعث تأثیر نامطلوبی روی صفات جوانه‌زنی، بیوشیمیایی و کیفی در ارقام گندم می‏شود. از سوی دیگر تیمارهای مختلف متیل­جاسمونات تا حدودی باعث بهبود این صفات در هر دو رقم شد و در نتیجه باعث افزایش درصد جوانه‏زنی شد. اگرچه با افزایش تنش خشکی، کاهش جوانه‏زنی بذر و صفات کیفی ارقام گندم مشاهده شد، اما تیمار 100 میکرومولار متیل­جاسمونات می‏تواند عامل مهمی در بهبود شاخص‌های جوانه‌زنی در ارقام گندم تحت شرایط خشکی شود. به‏طور کلی با­توجه­به نتایج به­دست­آمده می‌توان اظهار داشت که تیمار 100 میکرومولار می­تواند اثرات منفی ناشی از تنش خشکی را تعدیل کند و شاخص‌های جوانه‌زنی و گیاهچه‌ای را تا حدودی بهبود دهد.

5. منابع

Abdulbaki, A.A., & Anderson, J.D. (1975). Vigour determination in soybean seed by multiple criteria. Crop Science, 13, 630-633.

Aebi, H. (1984). Catalase in vitro. Methods in Enzymology. 105, 121-126.

Ahmadi, A., & Baker, D.A. (2001). The effect of water stress on grain filling processes in wheat. Journal of Agricultural Science, 136, 257-269.

Alaoui, B., Genet, P., Dunand, F.V., Toussaint, M.L., Epron, D., & Badot, P.M. (2003). Effect of copper on growth in cucumber plants (Cucumis sativus) and its relationship with carbohydrate accumulation and change in ion contents. Plant Science, 166, 1213-1218.

American Association of Cereal Chemist (AACC). (2000). Approved Methods of the American Association of Cereal Chemist, 10th edn. St. Paul, MN, USA, American Association of Cereal Chemist.

Amiri, M.B., Rezvani Moghaddam, P., Ehyai, H.R., Fallahi, J., & Aghhavani Shajari, M. (2011). Effect of osmotic and salinity stresses on germination and seedling growth indices of artichoke (Cynara scoolymus) and purple coneflower (Echinacea purpurea). Environmental Stresses in Crop Sciences, 3(2), 165-176. (In Persian).

Atarod, H., Irannejad, H., Shirani Rad, A.H., Amiri, R., & Akbari, G. (2012). Assessment of drought stress and planting date effects applied on original plant, on its seed electrical conductivity rate. Iranian Journal of Field Crops Research, 9(2), 242-247. (In Persian).

Attarzadeh, M., Balouchi, H., Movahhedi Dehnavi, M., Salehi, A., & Rajaie, M. (2019). Response of germination and electrical conductivity of seeds produced by Echinacea purpurea's mother plants under the influence of biological fertilizers and drought stress. Iranian Journal of Seed Science and Technology, 8(1), 185-200. (In Persian).

Bartels, D., & Sunkar, R. (2005). Drought and salt tolerance in plants. Critical Reviews in Plant Science, 24(1), 23–58.

Bradford, M.M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantification of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein dye-binding. Analytical Biochemistry, 38, 248-252.

Cattivelli, L., Rizza, F., Badeck, F.W., Mazzucotelli, E., Mastrangelo, A.M., Francia, E., Mare, C., Tondelli, A., & Stanca, A.M. (2008). Drought tolerance improvement in crop plants, an integrated view from breeding to genomics. Field Crops Research, 105(1-2), 1-14.

Chaves, M.M., Maroco, J.P., & Pereira, J.S. (2003). Understanding plant response to drought, from genes to the whole plant. Functional Plant Biology, 30(3), 239–264.

Dar, T.A., Uddin, M., Khan, M.M.A., Hakeem, K.R., & Jaleel, H. (2015). Jasmonates counter plant stress. A Review. Environmental and Experimental Botany, 115, 49-57.

Dean, J.A. (1985). Legend’s handbook of chemistry and Physics. CRC Press, 5(96), 5.101.

Ding, C., Wang, C., & Fung, R. (2004). Reducing chilling injury and enhancing transcript levels of heat shock proteins, PR-proteins and alternative oxidase by methyl jasmonate and methyl salicylate in tomatoes and peppers. Paper presented at the V International Postharvest Symposium, 682, 481-486.

Ghafari, H., & Tadayon, M.R. (2020). Effect of seed soaking with exogenous jasmonic acid on seed germination indexes of sugar beet under drought stress. Environmental Stresses in Crop Sciences, 12(4), 1263-1273.

Hasibi, N., Manouchehr Kalantari, K.H., Mazaheri, M., & Ahmadi Mousavi, E.A.S. (2008). The effects of methyl jasmonate, ethylene and their interaction on seed germination and some chemical parameters of canola (Brassica napus L.) seedling.          Iranian Journal of Biology, 21 (2), 1-10.

Jain, V., Vart, S., Verma, E., & Malhotra, S.P. (2015). Spermine reduces salinity-induced oxidative damage by enhancing antioxidative system and decreasing lipid peroxidation in rice seedlings. Journal of Plant Biochemistry and Biotechnology, 24(3), 316-323.

Kafi, M., & Mahdavi damghani, A. (2000). Mechanism of tolerance to environmental stress in plant. The Indian Journal of Agricultural Science. Ferdowsi University, Mashhad, Iran, 54, 110-113. (In Persian).

Kar, M., & Mishra, D. (1976). Catalase, peroxides and poly phenol oxides activities during rice leaf senescence. Plant Physiology, 57(2), 315-319.

Ketabchi, S., & Shahrtash, M. (2011). Effects of methyl jasmonate and cytokinin on biochemical responses of maize seedlings infected by Fusarium moniliforme. Asian Journal of Experimental Biological Sciences, 2(2), 299-305.

Kim, D.Y., Bovet, M., Maeshima, E., & Lee, Y. (2007). The ABC transporter AtPDR8 is a cadmium extrusion pump conferring heavy metal resistance. The Plant Journal, 50(2), 207-218.

Kubala, S., Wojtyla, L., Quinet, M., Lechowska, K., Lutts, S., Garnczarska, M., & Garnczarska, M. (2015). Enhanced expression of the proline synthesis gene P5CSA in relation to seed osmopriming improvement of Brassica napus germination under salinity stress. Journal of Plant Physiology, 183, 1-12.

Maguire, J.D. (1962). Speed of germination–aid in selection and evaluation for seedling emergence and vigour. Crop Science, 2, 176-177.

Majoul, T., Bancel, E., Triboil, E., Hamida, J.B., & Branlard, G. (2003). Proteomic analysis of the effect of heat stress on hexaploid wheat grain, characterization of heat responsive proteins from total endosperm. Proteomics, 3(2), 175-183.

McCready, R.M., Guggolz, J., Silviera, V., & Ownes, H.S. (1950). Determination of starch and amylase in vegetables, application to peas. Analytical Chemistry, 22(9), 1156-1158.

Mohamadian, E., Kianmehr, H., Ataei Somagh, H., Azad Nafas Mahjor, N., Safari, F., & Safarzadeh, A. (2018). Effect of methyl jasmonate pre-treatment on germination indices and biochemical traits of stevia seedlings (Stevia rebuadiana) under salt stress. Iranian Journal of Seed Research, 5(1), 101-117. (In Persian).

Nichols, M.A., & Heydecker, W. (1986). Two approaches to the study of germination date. Proceedings of the International Seed Testing Association, 33, 531-540.

Ozturk, A., & Aydin, F. (2004). Effect of water stress at various growth stages on some quality characteristics of winter wheat. Journal of Agronomy and Crop Science, 190(2), 93-99.

Parsaie, S., Movahhedi Dehnavi, M., Balouchi, H., & Attarzadeh, M. (2020). Improving sesame (Sesamum indicum L.) seed characteristics and vigor under drought stress by seed zinc and boron enrichment. Iranian Journal of Seed Science and Technology, 8, 113-126.

Passioura, J. (2006). The drought environment, physical, biological and agricultural perspectives. Journal of Experimental Botany, 58(2), 113-117.

Patakas, A., & Noitsakis, B. (2001). Leaf age effects on solute accumulation in water-stressed Grapevines. Plant Physiology, 158, 63-69.

Phakela, K., van Biljon, A., Wentzel, B., Guzman, C., & Labuschagne, M. (2021). Gluten protein response to heat and drought stress in durum wheat as measured by reverse phase-high performance liquid chromatography. Journal of Cereal Science, 100, 103267.

Pinheiro, C., Chaves, M.M., & Ricardo, C.P. (2001). Alterations in carbon and nitrogen metabolism induced by water deficit in the stems and leaves of Lupinus albus L. Journal of Experimental Botany, 52(358), 1063–1070.

Rahoui, S., Chaoui, A., & Ferjani, E. (2010). Membrane damage and solute leakage from germinating pea seed under cadmium stress. Journal of Hazardous Materials, 178(1-3), 1128-1131.

Ramak, P., Mehrnia, M., & Esmaeilzadeh Bahabadi, S. (2015). Effects of water stress on some compatible solutes and membrane stability in two species of sainfoin (Onobrychis radiata and Onobrychis viciifolia). Iranian Journal of Plant Physiology and Biochemistry, 1(1), 1-16.

Salimi, F., Shekari, F., & Hamzei, J. (2014). The effects of salinity and foliar application of methyl jasmonate on the rate of photosynthesis, stomatal conductance, water use efficiency and yield of German chiamomile. Iranian Journal of Field Crops Research, 12(2), 328-334. (In Persian).

Sanchez-Romera, B., Ruiz-Lozano, J.M., Li, G., Luu, D.T., Martinez-Ballesta, M.C., Carvajal, M., Zamarreño, A. M., García-Mina, J.M., Maurel, C., & Aroca, R. (2014). Enhancement of root hydraulic conductivity by methyl jasmonate and the role of calcium and abscisic acid in this process. Plant Cell and Environment, 37(4), 995-1008.

Singh, I., & Shah, K. (2014). Exogenous application of methyl jasmonate lowers the effect of cadmium-induced oxidative injury in rice seedlings. Phytochemistry, 108, 57-66.

Soltani, E., Akram Ghaderi, F., & Memar, H. (2008). The effect of priming on germination components and seeding growth of cotton seeds under drought. Journal Agriculture Science Natural Resource, 14(5), 9-16.

Taşgın, E., Atıcı, Ö., Nalbantoğlu, B., & Popova, L.P. (2006). Effects of salicylic acid and cold treatments on protein levels and on the activities of antioxidant enzymes in the apoplast of winter wheat leaves. Phytochemistry, 67(7), 710-715.

Tayyab, N., Naz, R., Yasmin, H., Nosheen, A., Keyani, R., Sajjad, M., Hassan, M.N., & Roberts, T.H. (2020). Combined seed and foliar pre-treatments with exogenous methyl jasmonate and salicylic acid mitigate drought-induced stress in maize. PLOS ONE, 15(5): e0232269. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0232269.

Xiao, H.M., Cai, W.J., Ye, T.T., Ding, J., & Feng, Y.Q. (2018). Spatio-temporal profiling of abscisic acid, indoleacetic acid and jasmonic acid in single rice seed during seed germination. Analytica Chimica Acta, 1031, 119-127.

Yao, C., Zhang, F., Sun, X., Shang, D., He, F., Li, X., Zhang, J., & Jiang, X. (2019). Effects of S-abscisic acid (S-ABA) on seed germination, seedling growth, and Asr1 gene expression under drought stress in maize. Journal of Plant Growth Regulation, 38, 1300-1313.

Zadoks, J.C., Chang, T.T., & Konzak, C.F. (1974). A decimal code for the growth stages of cereals. Weed Research, 14(6), 415-421.

Zafari, M., Ebadi, A., Jahanbakhsh, S.A., & Sedghi, M. (2017). Effect of Brassinosteroide on yield potential and yield components of safflower (Cartahamus tinctorius L.) under different irrigation regimes. Crop Physiology, 9(33), 5-16.

Zalewski, K., Nitkiewicz, B., Lahuta, L.B., Glowacka, K., Socha, A., & Amarowicz, R. (2010). Effect of jasmonic acid-methyl ester on the composition of carbohydrates and germination of yellow lupine (Lupinus luteus L.) seeds. Journal of Plant Physiology, 167(12), 967-973.