تاثیر تنش کم‌آبی و کودهای زیستی و غیر‌زیستی بر عملکرد سرشاخه‌های گلدار، رنگدانه‌های فتوسنتزی و غلظت عناصر پر‌مصرف ‌گیاه در آویشن زراعی (Thymus vulgaris L.)

مقدمه

آویشن یکی از گیاهان دارویی مهم است که از گذشته‌های دور مورد استفاده قرار گرفته است. آویشن گیاهی معطر از خانواده نعناعیان است که به علت داشتن تیمول، در صنایع غذایی، دارویی، بهداشتی و آرایشی کاربرد فراوان دارد. در این بین، قسمت‌های سرشاخه­های گلدار و برگ‌‌های خشک شده آن از اهمیت زیادی برخودارند. در بین ‌گونه‌های مختلف آویشن، آویشن زراعی (­Thymus vulgaris L.) در بسیاری از نقاط دنیا از جمله ایران کشت و تولید می شود (Omidbaigi, 2000).

کمبود آب از مهم‌ترین عوامل محیطی کـاهش رشـد و عملکـرد بسیاری از گیاهان زراعی، باغی و دارویی، به‌خصوص در مناطق خشک و نیمه خشک دنیا به­شمار می­رود (Babaee et al., 2010). خشکی موجب کاهش فتوسنتز گیاه، تغییر در محتوای کلروفیل و صدمه به ساختارهای فتوسنتزی می­شود (Fu, 2001). تنش ناشی از کمبود آب می‌تواند سبب کاهش ارتفاع، تعداد و سطح برگ، وزن خشک، بسته شدن روزنه ها، کاهش میزان کلروفیل و کاهش رشد ریشه در گیاهان دارویی شود ((Hughes et al., 1989. در پژوهشی، اثر رژیم­های مختلف آبی را روی گیاه ریحان بررسی کردند و مشاهده نمودنـد کـه بـا تشـدید کمبود آب، وزن خشک برگ و ساقه کاهش یافت
(Simon et al., 1992). پژوهشگران دیگر، ضمن بررسی اثر رژیم‌های مختلف رطوبت خاک بر گونه­ای از نعناع نتیجه گرفتند که افزایش رطوبت خاک، ارتفاع گیاه، شاخص سطح برگ و تجمع ماده خشک را به‌طور معنی‌داری افزایش داد .(Muni Ram et al., 1995) در پژوهشی با بررسی اثر آبیاری کامل، مختصر (دور آبیاری ملایم) و عدم انجـام آبیاری بر گیاه نعناع فلفلی (Mentha piperata L.) نتیجه گرفتند که تنش آبی، طول میانگره ها، ارتفاع گیاه و وزن خشک برگ، ساقه و ریشه را کـاهش می‌دهـد (Alkire et al., 1993). طی آزمایشـی بـر روی گیـاه دارویـی سـیاهدانه (Nigella sativa L.)  مشخص شد که تنش خشکی، موجب کاهش زیست‌توده گیاهی، ارتفاع بوته و عملکرد اسانس شده است (­Rezapor et al., 2011­).

 اسـتفاده از منابع زیستی به جای منابع شیمیایی، نقش مهمـی در باروری و حفظ فعالیت‌های زیستی خـاک، افـزایش کیفیت محصولات کشاورزی و سلامت اکوسیسـتم دارد (.(Zaidi et al., 2003 کودهای زیستی، از باکتری ها و همچنین قارچ‌های مفیدی تشکیل شده‌اند که هر یک به‌منظور خاصی همانند تثبیت نیتروژن و رها سازی یون­های فسفات، پتاسیم و آهن از ترکیبات نامحلول آن‌ها تولید می­شوند. این باکتری ها معمولا در اطراف ریشه مستقر می‌شوند و گیاه را در جذب عناصر یاری می کنند­
(Wu et al., 2005). یکی از مهم‌ترین کودهای زیستی که در حال حاضر کاربرد زیادی در کشاورزی دارد، باکتری­های تقویت کننده رشد[1]  می‌‌‌باشند که از جنس‌‌های مختلف باکتری‌های آنتاگونیست و تثبیت کننده نیتروژن همانند سودوموناس­ها و آزوسپیریلوم تشکیل شده است .(Selosse et al., 2004) مکانیسمی که توسط باکتری­های PGPR برای تنظیم رشد گیاهان به کار برده می شوند، به درستی مشخص نیست، اما دارای نقش‌های مختلفی شامل تولید فیتوهورمون­ها، تثبیت نیتروژن و سنتز آنتی‌بیوتیک­ها می­باشند  .(Beauchamp, 1993; Vessey, 2003; Beneduzi et al., 2012)

 توسعه سیستم ریشه­ای و جوانه‌زنی بهتر بذرها ((Rajendran & Devaraj, 2004، تولید هورمون­های­ تحریک کننده رشد به ویژه اکسین، جیبرلین و سیتوکسین در گیاهان زراعی (Zahir et al., 2003­) و همچنین افزایش تقسیم سلولی در ریشه و افزایش جذب مواد غذایی ­(1996 Dubrovsky, Kennedy & Smith, 1995; Bashan &) ارائه شده است. تأثیر مفید آزوسپیریلوم بر توسعه سیستم تارهای کشنده در گیاهان مختلف و همچنین در افزایش ارتفاع بوته و وزن تر و خشک اندام­های گیاه دارویی مریم گلی به اثبات رسیده است ­(Youssef et al., 2004). در میان کودهای زیستی، باکتری‌های سودوموناس، یکی از انواع مهم باکتری‌های حل کننده فسفات می باشند (Narsian & Patel, 2006). نتایج حاصـل از مطالعـه محققان حاکی از آن بود که تیمار گیاهچه­های گیاه دارویی پروانش با بــاکتری محرک رشد گیاه سودوموناس ­­(Pseudomonas Fluorescens) سبب افزایش عملکرد زیست‌توده و میزان آلکالوئید در این گیاه در شرایط تنش آب شده است (Abdul-Jaleel et al., 2007). همزیستی قارج‌های مایکوریزا با ریشه گیاهان می‌تواند در بهبود صفات مورفولوژیک و فیزیولوژیک گیاهان دارویی موثر باشد. قارچ‌های مایکوریزا علاوه بر تاثیر در بهبود رشد گیاه، جذب عناصر غذایی را نیز افزایش می دهند. از مهم‌ترین عناصری که توسط میکوریزا به‌طور فعال و در سطح وسیع جذب می شود، عنصر فسفر است (Bolan, 1991). در پژوهشی مشاهده شد که تلقیح گیاه نعناع با قارچ میکوریزا، به‌طور قابل توجهی ارتفاع بوته و عملکرد زیستی را افزایش داد (Gupta et al., 2002). در یک بررسی دیگر مشخص شد مخلوط قارچ‌های G. mosseae و G. fasiculatum میزان رشد و زیست‌توده را در گیاهان پیاز، گشنیز و ریحان افزایش داد (Basu & Srivastava, 1998). تنش خشکی و کم آبیاری از جمله تنش­های محیطی مهم می‌باشند که با ایجاد اختلال در عمل روزنه­ها، سیستم فتوسنتزی، تخریب پروتئین‌ها و آنزیم­ها و کاهش سطح برگ، موجب ریزش گل و میوه­ها و در نتیجه کاهش عملکرد می­شوند. در این بین، افزودن کودهای‌ زیستی به خاک، موجب تغذیه بهتر گیاهان می‌شود و شرایط را برای افزایش رشد و نمو در شرایط متفاوت محیطی فراهم می­آورند. از آن‌جا که رویکرد جهانی در تولید گیاهان دارویی به سمت بهبود کمیت و کیفیت عملکرد و ماده موثره می­باشد، بنابراین به‌نظر می­رسد که تغذیه سالم گیاهان از طریق کاربرد کودهای زیستی، دارای بیشترین تطابق با اهداف تولید گیاهان دارویی باشد و منجر به بهبود عملکرد کمی و کیفی آن­ها شود. هدف از این آزمایش، بررسی تأثیر کاربرد کودهای زیستی و غیر­زیستی و مقایسه تاثیر آن‌ها بر عملکرد و اجزای عملکرد و تغییرات فیزیولوژیکی و تعیین بهترین و کارآمدترین کود در بهبود صفات فیزیومرفولوژیک و خصوصیات کمی و کیفی  در گیاه دارویی آویشن زراعی می­باشد.

مواد و روش ها

این آزمایش به‌صورت کرت‌های یک بار خرد شده و در قالب طرح بلوک‌های کامل تصادفی با سه تکرار، در بازه زمانی اواسط فروردین تا اواخرتیر ماه سال زراعی 1396 در مزرعه زراعی عسگریه واقع در روستایی از توابع بخش مرکزی شهرستان یزد، با طول­جغرافیایی 54 درجه و 17 دقیقه و عرض جغرافیایی31 درجه و53 دقیقه و 2/1230 متر ارتفاع از سطح دریا، در شمال شرقی شهرستان یزد اجرا شد. نتایج داده­های هواشناسی و نتایج تجزیه شیمیایی خاک مزرعه، به‌ترتیب در جدول‌های 1 و 2 آمده است.

جدول 1- داده‌های هواشناسی نزدیک ترین ایستگاه هواشناسی به منطقه آزمایش در سال 1396

Table1. Meteorology data of the nearest meteorological station to the tested area in 2017

جدول 2- نتایج تجزیه شیمیایی خاک مزرعه آزمایشی

Table 2. Results of the soil chemical analysis of the experimental field

تیمار‌های آزمایش شامل سه سطح دور آبیاری هفت W₁=، 12 ­W₂= و ­17 W₃= روز به عنوان عامل اصلی و تیمار کودی شامل شاهد (بدون مصرف کود)B₁= ، قارچ اندو­مایکوریزا از جنس Glomus B₂= که از شرکت زیست فناور پیشتاز واریان واقع در استان البرز (کرج) تهیه شد، باکتری‌های آزوسپیریلوم (Azospirillum brasilense) B₃= و سودوموناس (Pseudomonas fluorescens) B₄= که هردو باکتری از شرکت دانش بنیان تمیشه واقع در استان گلستان تهیه شد و کود شیمیایی NPK B₅= که نسبت هر سه عنصر در این کود، 20 درصد بود و به‌صورت آماده از فروشگاه کشاورزی تهیه شد، به عنوان فاکتور فرعی در نظر گرفته شدند. در این آزمایش، بذر آویشن زراعی(Thymus vulgaris ) از شرکت گیاه ایران در شهراصفهان تهیه شد. در اسفندماه 1395، ابتدا جهت تهیه نشاء، بذرها در قرص‌های جیفی پات که نوعی گلدان‌های کاغذی کوچک ساخت کشور آلمان و دارای پیت ماس، کوکوپیت و مواد مغذی جهت رشد گیاه بود کشت شدند. پس از تهیه بستر مناسب، بلوک بندی و آماده سازی کرت‌های کشت در اوایل اردیبهشت ماه سال 1396 صورت گرفت. از کود زیستی میکوریزا به مقدار 40 کیلوگرم در هکتار به‌صورت اینوکلوم ماسه که هر گرم حاوی حداقل 100 اندام فعال قارچ بود، استفاده شد. باکتری سودوموناس و آزوسپوریلیوم، به‌صورت غوطه­ور کردن ریشه در آن‌ها به‌کار رفت، بدین صورت که بر­اساس توصیه شرکت تولید­کننده، مقدار 200 گرم از هرکدام از باکتری­ها در 10 لیتر آب حل شد و سپس ریشه‌ها به مدت پنج تا 15 دقیقه در داخل محلول غوطه­ور شدند و سپس کشت انجام شد (20 کیلوگرم در هکتار). کود شیمیایی NPK (که نسبت هر کدام از عناصر در این کود 20 درصد بود)، به‌صورت گرانولی و بر اساس 200 کیلوگرم در هکتار استفاده شد. جهت انجام این طرح تحقیقاتی، کرت­هایی به طول سه متر و عرض دو متر (مساحت هر کرت شش متر مربع) آماده شدند. فاصله بین ردیف­های کاشت،­70سانتی­متر و فاصله بین بوته­ها روی ردیف­ها، 50سانتی متر بود و تراکم کاشت، سه بوته در متر مربع بود. زمانی که نشاءها حدود 11-10 برگی شدند، به زمین اصلی منتقل شدند و بعد از نشاکاری، اولین آبیاری در مزرعه به‌صورت غرقابی انجام شد. زمانی که گیاهان استقرار کامل یافتند، تیمار کم آبی با روش آبیاری قطره‌ای و تنظیم دور آبیاری و بر اساس نقشه طرح اعمال شد که حجم آب آبیاری در هر بار برای تمامی تیمارها یکسان بود (با قراردادن کنتور از حجم آب یکسان استفاده شد). اعمال تنش کم آبی تا زمان حداکثر گلدهی بوته ها یعنی زمانی­که 50 درصد گیاهان مزرعه به گل رفته بودند، ادامه یافت و بوته‌ها در مرحله گلدهی کامل یعنی زمانی­که تقریباً 90درصد بوته ها به­گل رفته بودند، برداشت شدند.

عملکرد سرشاخه­های گلدار

سرشاخه­های گلدار10 بوته به‌طور تصادفی انتخاب شدند و پس از جدا کردن آن‌ها به آرامی، در سایه و در جریان باد به مدت یک هفته خشک شدند و سپس وزن آن‌ها با ترازوی دقیق دیجیتالی Soehnle ساخت کشور آلمان، با دقت 1/0 گرم، اندازه‌گیری شد.

رنگدانه‌های فتوسنتزی

سنجش میزان کلروفیل a، b و­کاروتنوئید

برای اندازه‌گیری کلروفیل در مرحله گلدهی، ابتدا 1/0 گرم از بافت برگ­تر گیاه با 10 سی سی استن 80 درصد در هاون چینی خرد و یکنواخت شد. نمونه ها به مدت 10 دقیقه در سانتریفیوژ با دور 6000 دور در دقیقه قرار داده شدند و بعد از اتمام سانتریفیوژ، محلول بالایی به عنوان عصاره به بالن شیشه­ای منتقل شد و جهت انجام طیف سنجی مورد استفاده قرار گرفت. خوانش مقدار جذب نمونه ها در طول موج‌های 663 ، 645 و 470 نانومتر به‌ترتیب برای اندازه‌گیری کلروفیل a وb و کاروتنوئید با استفاده از دستگاه طیف سنجی Analytika Jena 1500S, Germany- 2010 انجام شد. سپس با استفاده از روابط 1 تا 4، میزان کلروفیل a، b و­کاروتنوئید محاسبه شد .(Arnon, 1967)

Chlorophylla= (19.3´A663-0.86´A645)V/100W   (1)

Chlorophyll b= (19.3´A645-3. 6´A663)V/100W   (2)

Total Chlorophyll= Chlorophyll a+ Chlorophyll b (3)

Carotenoids= 100 (A470)-3.27 (mg chl. a)-104(mg chl. b)/227                                                               (4)

که در آن،V : حجم محلول صاف شده (محلول فوقانی حاصل از سانتریفیوژ)، A: جذب نوردر طول موج‌های 663، 645 و 670 نانومتر وW : وزن تر نمونه بر حسب گرم می‌باشد.

سنجش میزان آنتوسیانین

برای سنجش میزان آنتوسیانین، ابتدا مقدار 2/0 گرم از بافت تازه گیاهی با چهار میلی‌لیتر محلول اسیدکلریدریک یک درصد و متانول در یک هاون چینی ساییده شد. محلول حاصل به مدت 24 ساعت در یخچال نگهداری شد و سپس به مدت 10 دقیقه  در 13000 دور در دقیقه سانتریفیوژ شد. محلول رویی به دقت به ظرف دیگری منتقل شد و برای انجام طیف سنجی مورد استفاده قرار گرفت و جذب محلول ها در طول موج 530 و 657 نانومتر خوانش شد (Mita et al., 1997). در نهایت میزان آنتوسیانین برای هر عصاره با استفاده از رابطه 5 محاسبه شد.

A=A530-(0/25A657)                                        (5)

که در آن، A: جذب نور در طول موج‌های 530 و 657 نانومتر است.

سنجش میزان فلاونوئید

برای سنجش میزان فلاونوئید، ابتدا 2/0 گرم از برگ در سه میلی‌لیتر اتانول اسیدی شامل اتانول و اسیدکلریدریک به نسبت 99 به یک، به‌طور کامل ساییده و به مدت 15 دقیقه در 12000 دور در دقیقه سانتریفیوژ شد. محلول رویی به مدت 10 دقیقه در حمام آب گرم با دمای 80 درجه سلسیوس قرار داده شد و پس از سرد شدن، میزان جذب نوری نمونه با استفاده از دستگاه طیف سنجی (­ (Analytika Jena 1500S, Germany-2010 ­ در طول موج 300 نانومتر خوانده شد. برای محاسبه غلظت، از ضریب خاموشی 33000 Cm^-2mol^-6 استفاده شد (Krizek et al., 1998).

سنجش درصد عناصر نیتروژن، فسفر و پتاسیم در برگ

جهت اندازه‌گیری درصد عناصر، در مرحله گلدهی از برگ‌هایی که در آون خشک و سپس آسیاب شده بودند، استفاده شد. جهت اندازه‌گیری عنصر نیتروژن برگ‌ها از روش کجلدال، پتاسیم از روش نورسنجی شعله‌ای، فلیم فتومتر (Chapman & Pratt, 1982) و فسفر (Olsen et al., 1954) از دستگاه اسپکتروفتومتر و در طول موج 720 استفاده شد.

تجزیه و تحلیل داده‌ها

در نهایت داده‌‌ها با استفاده از نرم افزارهای آماریSAS (V9.4)  مورد تجزیه آماری قرار گرفت و جهت رسم نمودارها از نرم افزار. Excel نسخه 2007 استفاده شد. مقایسه میانگین‌ ها نیز با استفاده از آزمون LSD در سطح احتمال پنج درصد انجام شد.

نتایج و بحث

عملکرد سرشاخه­های گلدار

نتایج تجزیه واریانس داده‌ها (جدول 3) نشان داد که برهمکنش تیمار تنش کم آبی و کودهای زیستی و غیر­زیستی بر عملکرد سرشاخه­های گلدار در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار بود. هر چند با افزایش سطح تنش کم آبی ازW₁  به W_3، از عملکرد سرشاخه‌های گلدار کاسته شد، اما همانطور که در شکل 1 مشاهده می­شود، استفاده از کودهای زیستی و همچنین غیر­زیستی، تا حدی با بهبود شرایط رشد برای گیاه، سبب کاهش اثرات تنش کم آبی بر گیاه آویشن زراعی شد، به‌طوری‌که بیشترین عملکرد سرشاخه‌های گلدار در تیمار تنش کم آبی شاهد W₁ (هفت روز یک بار آبیاری) و تیمار کودی NPK با میانگین 2/30 کیلوگرم بر هکتار و کمترین آن در تیمار تنش کم­آبی W₃ (17 روز یک بار آبیاری) و تیمار کودی مایکوریزا با میانگین 7/11 کیلوگرم بر هکتار به‌دست آمد. کاهش عملکرد در طـی افـزایش سـطح تنش خشکی می‌تواند مربوط به افزایش اختصاص مواد فتوسنتزی به ریشه نسبت به بخش های هوایی گیاه باشد )­Sreevalli et al., 2001). نتایج پژوهشی نشان داد که تنش خشکی در حد 50 درصد ظرفیت زراعی، عملکرد گل گیاه دارویی بابونه را نسبت به تیمار شاهد به میزان 1/18 درصد کاهش داد (Arazmjo et al., 2010). بروز تنش خشکی موجب کاهش سطح برگ‌ها می‌شود؛ در نتیجه جذب نور و ظرفیت فتوسنتزی گیاه کاهش می یابد. با محدود شدن فرآورده های فتوسنتزی در شرایط کمبود آب، تولید ماده خشک گیاه دارویی بادرشبو کاهش یافت (Ramroud et al., 2017). مصرف کودهای زیستی سبب افزایش عملکرد گل گیاه دارویی بابونه شد (Sanchez et al., 2005; Fallahi­ et al., 2009­). در پژوهش دیگری مشخص شد که بیشترین عملکرد گل بابونه آلمانی در تلقیح با کود زیستی به‌دست آمد (Salehi et al., 2016). جمع مواد آلی توسط باکتری‌ها در خاک، باعث افزایش توسعه ریشه و دسترسی بیشتر به عناصر غذایی شده است، به‌طوری‌که این شرایط موجب افزایش عملکرد می‌شود (Fallah et al., 2007).

جدول3- تجزیه واریانس تاثیر تنش کم آبی و کودهای زیستی و غیر زیستی بر عملکرد سرشاخه های گلدار، رنگدانه های فتوسنتزی و غلظت عناصر پر مصرف در گیاه آویشن زراعی

Table 3. Analysis of variance of effect of water deficit stress, bio and non -bio-fertilizers

on flowering branches yield, photosynthetic pigments and concentration of macro elements in Thyme (Thymus vulgaris L.)

ns،* ،**: به ترتیب نشان‌دهنده تفاوت غیرمعنی‌دار و معنی دار در سطح احتمال پنج و یک درصد.

ns, *, **: non-significant difference and significant difference at 5% and 1% of probability levels, respectively.

رنگدانه‌های فتوسنتزی

کلروفیل a، b و کل

نتایج تجزیه واریانس داده‌ها (جدول 3) نشان داد که برهمکنش تیمار تنش کم آبی و کودهای زیستی و غیر زیستی بر میزان کلروفیل a، b و کل در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار شد و با افزایش سطح تنش کم آبی ازW₁ به W₃، از میزان کلروفیل a، b و کل در برگ‌ها کاسته شد (جدول 4). همان‌طور که در شکل­های 2 تا 4 مشاهده می‌شود، بیشترین میزان کلروفیل  aدر تیمار تنش کم آبی شاهد (هفت روز یک بار آبیاری) و تیمار کودی آزوسپیریلوم به میزان 85/4 میلی‌گرم بر گرم وزن تر برگ، بیشترین میزان کلروفیل b و کل در تیمار تنش کم آبی شاهد (W₁) و به‌ترتیب در تیمار کودی آزوسپیریلوم و سودوموناس به میزان83/1 و 58/6 میلی‌گرم بر گرم وزن تر برگ و کمترین میزان کلروفیل a، b و کل در تیمار تنش کم آبی W₃ (17روز یک بار آبیاری) و به‌ترتیب در تیمار کودی NPK ، مایکوریزا (گلوموس) و شاهد به میزان 04/2 ، 62/0و 8/2 میلی‌گرم بر گرم وزن تر برگ به‌دست آمد. به نظر می‌رسد کـه کاهش رنگیزه‌های فتوسنتزی با افزایش شدت تنش خشکی، به دلیـل افـزایش تولید رادیکال‌های آزاد اکسیژن در اثر تنش خشـکی باشـد که این رادیکال‌های آزاد، سبب پراکسیداسـیون می‌شوند (Wise & Naylor­, 1987) که در نتیجه به تجزیه و تخریب این رنگیزه­ها می­انجامد ( .(Schutz & Fangmeir, 2001کاهش مقدار کلروفیل  aو b، نوعی مکانیسم حفاظت نوری است تا با کاهش جذب نور، از زنجیره فتوسنتزی گیاه حفاظت نمایند (Salehi,2003).

شکل 1- اثر متقابل دور آبیاری و کود دهی بر عملکرد سرشاخه های گلدار در گیاه آویشن باغی. W₁= شاهد، W₂= دور آبیاری 12 روز و W₃= دور آبیاری 17 روز.B₁= شاهد، B₂= مایکوریزا (گلوموس)، B₃= آزوسپیریلوم، B₄= سودوموناس و B5= کود نیتروژن، فسفر و پتاسیم

Figure1. Interaction effects of irrigation interval and fertilizers on flowering branches yield in Thymus vulgaris. W₁= 7 (control), W₂=12 and W₃= 17 (Irrigation interval). B₁= Contro, B₂= Mycorrhizal (Glomus), B₃=Azospirillum, B₄= Pseudomonas and B5= NPK

شکل 2- اثر متقابل دور آبیاری و کود دهی بر میزان کلروفیل a در گیاه آویشن باغی. W₁= شاهد، W₂= دور آبیاری 12 روز و W₃= دور آبیاری 17 روز.B₁= شاهد، B₂= مایکوریزا (گلوموس)، B₃= آزوسپیریلوم، B₄= سودوموناس و B5= کود نیتروژن، فسفر و پتاسیم

Figure 2. Interaction effects of irrigation interval and fertilizers on chloropyhll a content in Thymus vulgaris. W₁= 7 (control), W₂=12 and W₃= 17 (Irrigation interval). B₁= Contro, B₂= Mycorrhizal (Glomus), B₃=Azospirillum, B₄= Pseudomonas and B5= NPK

شکل 3- اثر متقابل دور آبیاری و کود دهی بر میزان کلروفیل b در گیاه آویشن باغی. W₁= شاهد، W₂= دور آبیاری 12 روز و W₃= دور آبیاری 17 روز.B₁= شاهد، B₂= مایکوریزا (گلوموس)، B₃= آزوسپیریلوم، B₄= سودوموناس و B5= کود نیتروژن، فسفر و پتاسیم

Figure 3. Interaction effects of irrigation interval and fertilizers on chloropyhll b content in Thymus vulgaris. W₁= 7 (control), W₂=12 and W₃= 17 (Irrigation interval). B₁= Contro, B₂= Mycorrhizal (Glomus), B₃=Azospirillum, B₄= Pseudomonas and B5= NPK

شکل 4- اثر متقابل دور آبیاری و کود دهی بر میزان کلروفیل کل در گیاه آویشن باغی. W₁= شاهد، W₂= دور آبیاری 12 روز و W₃= دور آبیاری 17 روز.B₁= شاهد، B₂= مایکوریزا (گلوموس)، B₃= آزوسپیریلوم، B₄= سودوموناس و B5= کود نیتروژن، فسفر و پتاسیم

Figure 4. Interaction effects of irrigation interval and fertilizers on total chloropyhll content in Thymus vulgaris. W₁= 7 (control), W₂=12 and W₃= 17 (Irrigation interval). B₁= Contro, B₂= Mycorrhizal (Glomus), B₃=Azospirillum, B₄= Pseudomonas and B5= NPK

رنگیزه‌های گیاهی، مهم‌ترین عامل برای کسب نور و تولید محصول هستند و میزان هر دو کلروفیل، به رطوبت خاک وابسته است و با کاهش میزان رطوبت موجود در خاک، میزان کلروفیل موجود در گیاه کاهش پیدا می کند (Jaleel et al., 2008). در مطالعه بر روی گیاهان دارویی آویشن باغی و دنایی (Askary et al., 2016) و در مطالعه بر روی ریحان (Sharafzadeh & Zare, 2011) گزارش شد که تنش خشکی موجب کاهش کلروفیل aو b می‌شود. کاهش محتوای کلروفیل در گیاه نعناع تحت تنش خشکی نیز گزارش شده است (Zand et al., 2017). تنش خشکی باعث کاهش کلروفیل می شود، اما فسفر اثرات تنش را تعدیل می کند. نتایج آزمایشی نشان داد که در شرایط کم آبی، با افزایش مصرف کود شیمیایی فسفر همراه با کود زیستی فسفاته بارور دو، میزان کلروفیل­کل به‌طور معنی‌داری افزایش یافت (Heshmati et al., 2016). افزایش کلروفیل برگ در شرایط تنش خشـکی، تحت تأثیر کاربرد کود شیمیایی فسفره همراه با تلقیح باکتری‌های حل کننده فسفات بارور دو، نمایانگر افزایش توانایی گیاه جهت تحمل به شرایط تنش خشکی می باشد (Heshmati et al., 2016; Hun & Lee, 2005). در تأیید نتایج به‌دست آمده، گزارش شده است که باکتری‌های ازتوباکتر و آزوسپیریلوم، غلظت کلروفیل‌ها را در گیـاه گشـنیز به‌طور چشـمگیری افـزایش دادنـد (Jahanshahi et al., 2013).

آنتوسیانین، کارتنوئید و فلاونوئید

نتایج تجزیه واریانس داده‌ها (جدول 3) نشان داد که برهمکنش تیمار تنش کم آبی و کودهای زیستی و غیر­زیستی بر میزان آنتوسیانین و اثر تنش کم­آبی و کود‌های زیستی و غیر زیستی به‌تنهایی بر میزان کاروتنوئید و فلاونوئید در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار شد. با افزایش سطح تنش کم آبی ازW₁  به W₃، بر میزان آنتوسیانین و کاروتنوئید در برگ‌ها افزوده شد (جدول 4). همان‌طور که در شکل 5 مشاهده می شود، بیشترین میزان آنتوسیانین در تیمار تنش کم آبی W₃ (17 روز یک بار آبیاری) و تیمار کودی شاهد به میزان 157/0 میلی‌گرم بر گرم وزن تر برگ و کمترین آن در تیمار W₃ (17 روز یک بار آبیاری) و تیمار کودی سودوموناس به میزان 065/0 میلی‌گرم بر گرم وزن تر برگ به‌دست آمد. آنتوسیانین‌ها نیز مشابه فلاونوئیدها، رنگیزه های محافظ هستند کـه گیـاه را در برابر تنش محافظت مـی کننـد. در پژوهشـی بیـان شـده است که مقدار آنتوسـیانین بگونیـای دائـم گـل در شـرایط تنش خشکی افزایش یافته است(Chalker-Scott, 2002) این افزایش به علت نقش حفاظـت نوری آنتوسیانین به‌وسیلۀ حذف مستقیم رادیکال هـای آزاد اکسیژن در طـول تـنش اکسـیداتیو اسـت (Zahir et al., 2003). با توجه به جدول 4، بیشترین (37/0 میلی­گرم بر گرم وزن­تر برگ) و کمترین (22/0 میلی‌گرم بر گرم وزن تر برگ) میزان کاروتنوئید به‌ترتیب به تیمار W₃­ (17 روز یک بار آبیاری) و W₁­ (شاهد، هفت روز یک بار آبیاری) تعلق داشت. اثر تیمار کودی نیز بر میزان کاروتنوئید نشان داد که بیشترین میزان کاروتنوئید (37/0 میلی­گرم بر گرم وزن­تر برگ) در تیمار کودی B₄ (سودوموناس) و کمترین میزان آن (23/0 میلی‌گرم بر گرم وزن تر برگ) در تیمار کودی B₃ (آزوسپیریلوم) مشاهد شد. در تنش‌های شدید، بر میزان کاروتنوئید که به عنوان حمایت کننده‌ای برای کلروفیل‌ها در برابر اکسیداسیون نوری به شمار می روند، افزوده می شود تا مانع تخریب بیشتر کلروفیل­ها شود. در تحقیقی گزارش شد که با افزایش تنش خشکی، از مقدار کلروفیل ها کاسته و در مقابل بر میزان کاروتنوئیدها افزوده شد (Mohammadkhani & Heidari, 2007­(Abdalla & El-Khoshiban, 2007; . افــزایش میــزان کارتنوئیــدهای بــرگ در تیمــار بــا سودوموناس را می‌توان به افـزایش چشـمگیر عنصـر فسـفر نسبت داد، زیرا فسفر، حامل انرژی در فرآیند فتوسنتز است. تنش کم آبی در سطح احتمال پنج درصد و تیمار کودهای زیستی و غیر­زیستی در سطح احتمال یک درصد بر میزان فلاونوئید معنی‌دار شد، اما برهمکنش این فاکتورها بر میزان این رنگدانه مؤثر واقع نشد (جدول 3).

 بیشترین میزان فلاونوئید (67/1 درصد) در تنش کم آبی W₃ (17 روز یک بار آبیاری) و کمترین میزان آن (48/1 درصد) در تیمارکم آبی W₁ (هفت روز یک بارآبیاری) مشاهده شد (جدول 4). همچنین تیمار کودی سودوموناس، بیشترین میزان فلاونوئید (۸۵/1 درصد) و تیمار کودی شاهد، کمترین میزان فلاونوئید (34/1 درصد) را تولید کردند (جدول 4). گزارش شده است که در گیاه کلزا در شرایط بروز تنش خشکی، میزان فلاونوئید افزایش یافت ((Sangtarash et al., 2009b. البته محققان نتایج مشابهی را نیز روی گیاه Stellaria longipes نیز ارائه کردند. فلاونوئیدها به عنوان مواد آنتی اکسیدان، گیاهان را تا حدی از خسارت تنش اکسیداتیو در تنش خشکی است حفظ می کنند (Seyoum et al., 2006). این نتایج بیانگر آن است که فلاونوئیدها توانایی پاکسازی گونه‌های فعال اکسیژن را دارند. خواص آنتی اکسیدانی فلاونوئیدها به اثر بازدارندگی آن‌ها در تنفس میتوکندریایی برمی گردد (2009b  .(Sangtarash et al.,

شکل 5- اثر متقابل دور آبیاری و کود دهی بر بر میزان آنتوسیانین در گیاه آویشن باغی. W₁= شاهد، W₂= دور آبیاری 12 روز و W₃= دور آبیاری 17 روز.B₁= شاهد، B₂= مایکوریزا (گلوموس)، B₃= آزوسپیریلوم، B₄= سودوموناس و B5= کود نیتروژن، فسفر و پتاسیم

Figure 5. Interaction effects of irrigation interval and fertilizers on anthocyanin content content in Thymus vulgaris. W₁= 7 (control), W₂=12 and W₃= 17 (Irrigation interval). B₁= Contro, B₂= Mycorrhizal (Glomus), B₃=Azospirillum, B₄= Pseudomonas and B5= NPK

غلظت عناصر نیتروژن، فسفر و پتاسیم برگ

نتایج تجزیه واریانس داده‌ها (جدول 3) نشان داد که برهمکنش تیمار تنش کم آبی و کودهای زیستی و غیر زیستی بر میزان عنصر نیتروژن و فسفر، به‌ترتیب در سطح احتمال یک و پنج درصد معنی‌دار شد، اما تنها تأثیر فاکتور کود دهی بر میزان عنصر پتاسیم در سطح احتمال یک درصد شد (جدول 4). با افزایش سطح تنش کم آبی ازW₁  به W₃، از میزان عنصر نیتروژن در برگ‌ها کاسته شد (جدول 4). همان‌طور که در شکل‌های 6 و 7 مشاهده می شود، بیشترین میزان عناصر نیتروژن و فسفر در تیمار تنش کم آبی شاهد (هفت روز آبیاری، W₁) و به‌ترتیب تیمار کودی آزوسپیریلوم و سودوموناس به‌میزان 61/1 و 94/3 درصد به‌دست آمد. کمترین میزان عناصر نیتروژن و فسفر در تیمار کودی شاهد (B₁) و به‌ترتیب در تنش کم آبی 12 (W₂) و 17 (W₃) روز یک بار، به‌میزان 81/0 درصد و 61/1 درصد مشاهده شد. همان‌گونه که در جدول مقایسه میانگین (جدول 3) مشاهده می شود، تیمار کودی مایکوریزا، بیشترین میزان عنصر پتاسیم (22/17 درصد) و تیمار کودی شاهد، کمترین میزان عنصر پتاسیم (66/11 درصد) را داشتند (جدول 4). آبیاری و شرایط عدم تنش خشکی، باعث افزایش انحلال مواد معدنی و افزایش جابجایی و حرکت عناصر معدنی به سمت ریشه‌ها و به‌دنبال آن، افزایش قابلیت دسترسی عناصر برای گیاه و در نتیجه سبب افزایش جذب عناصر توسط گیاهان می‌شود. کاهش فسفر در پی تنش خشکی در ارتباط با کاهش فقر خاک است که منجر به کاهش انتقال عناصر از خاک به گیاه شده است. فسفر یکی از یون‌هایی است که در شرایط خشکی برای گیاه غیرقابل استفاده می شود، زیرا این یون شدیداً جذب رس های خاک می‌شود و فقط بخش کوچکی از یون فسفات به حالت محلول است. در شرایط خشکی، جذب یون فسفات، نه تنها به‌واسطه قابلیت حل کم آن، بلکه به دلیل کاهش قدرت جذب ریشه ها تقلیل پیدا می‌کند (Kafi & Mahdavi, 2012). نتایج پژوهشی روی بابونه آلمانی نشان داد که بیشترین میزان فسفر در برگ، به تیمار آبیاری پس از 100 درصد ظرفیت مزرعه تعلق داشت که با کاهش میزان آبیاری و تشدید سطح تنش رطوبتی از میزان فسفر برگ کاسته شد (Pirzad et al., 2015). عدم تحرک فسفر در اسیدیته بالا و تثبیت آن، به‌ویژه در تنش های کمبود آب، دلیل اصلی کاهش تجمع آن در بافت برگی می باشد (Devau et al., 2009).

جدول 4- مقایسه میانگین تاثیر تنش کم آبی و کودهای زیستی و غیر زیستی بر مقادیر کارتنوئید، فلاونوئید و میزان پتاسیم در برگ گیاه آویشن زراعی 

Table 4. Means comparison of the effects of water deficit stress bio and non -bio-fertilizers

on carotenoids, flavonoids and potassium in Thyme (Thymus vulgaris L.)

میانگین هایی که در هر ستون با حروف مشابه مشخص شده اند در سطح پنج درصد اختلاف معنی دار ندارند.

Means in each column followed by similar letter(s), are not significantly different at 5% probability level.

بر اساس نتایج یک تحقیق، با دسترسی بیشتر به آب، افزایش میزان جذب ازت و فسفر در گیاه مشاهده شد. هـر چـه مقدار رطوبت خاک افـزایش یابـد، نیتـروژن بیشـتری بـه‌وسیله گیاه جذب مـی‌شـود و بـا کـاهش رطوبـت، میزان نیتروژن جذب شده کاهش می یابد (Jones, 1980). در شرایط تـنش خشکی، سرعت انتشار فسفر از خاک به سطح ریشه کاهش می‌یابد، چراکه یـون فسفات، به ذرات رس چسبیده و کمتر در دسترس ریشه گیاه قرار می گیرد
(Marschner, 1995). بررسـی واکـنش گیـاه لوبیـا بـه خشکی نشان داد که در شرایط تنش، توانایی جذب فسـفر توسط ریشه‌های این گیاه ضعیف است. دلیل این موضـوع، کاهش قابلیت تحرک فسفر در خاک‌هایی با محتوای پایین آب است، چراکه بر واکنش‌های تجزیه‌ای و فعالیت‌های زیستی آن تأثیرگذار است (Hadidi, 1999). نتایج پژوهشی روی گیاه دارویی رازیانه نشان داد که بیشترین درصد فسفر، در تیمار ترکیب کودهای زیستی ازتوباکتر، آزوسپیریلوم و باسیلوس به‌دست آمد، که این امر را ناشی از تأثیر تمام ریزموجودات ذکر کردند (Mahfouz & Sharaf-Eldin, 2007). آن‌ها بیان داشتند که باکتری حل‌کننده فسفات، با تولید اسیدهای آلی، باعث تبدیل فسفات تثبیت شده به فسفات قابل دسترس شد و علاوه بر این، با افزایش رشد ریشه‌ها، جذب فسفر افزایش یافت. افزایش عنصر فسفر تا حدودی اثرات مستقیم و غیرمستقیم خشکی بر جذب فسفر خنثی را می کند و مقاومت به خشکی را در گیاه افزایش می دهد (Jones et al., 2003). در بین عناصر غذایی، پتاسیم در باز و بسته کردن دهانه روزنه‌ها و نیز تنظیم اسمزی در سلول‌های ریشه گیاهان، نقش بسزائی دارد. قابلیت گیاهان در جذب این عنصر از محیط ریشه در شرایط نامساعد محیطی از جمله خشکی و شوری می‌تواند در میزان تولید گیاه مؤثر باشد (Abreu & Mazzafera, 2005). کاهش پتاسیم در پی تنش خشکی با نتایج پژوهش‌های دیگر مطابقت دارد ­(Wu & Xia; 2006; Arazmjo et al., 2010). آن‌ها علت این کاهش را در ارتباط با کاهش آب خاک می‌دانند که منجر به کاهش جریان عناصر از خاک به گیاه می‌شود. استفاده از کود زیستی حاوی باکتری سودوموناس نیز تأثیر معنی‌داری بر غلظت پتاسیم دانه در گیاه دارویی رازیانه داشته است (Darzi et al., 2009). کودهای زیستی علاوه بر در دسترس قرار دادن نیتروژن و فسفر مورد نیاز گیاه، از طریق افزایش رشد رویشی گیاه و به دنبال آن توسعه ریشه، باعث بهبود جذب و افزایش فراهمی پتاسیم و سایر عناصر ریزمغذی می‌شوند (Marschner, 1995). افزایش اسیدیته خاک و عدم تثبیت پتاسیم در حضور کودهای زیستی می‌تواند از دلایل افزایش دسترسی این عنصر در خاک و به تبع آن جذب بیشتر آن توسط گیاه باشد (Eidizadeh et al., 2011).

شکل 6- اثر متقابل دور آبیاری و کود دهی بر میزان عنصر نیتروژن در گیاه آویشن باغی. W₁= شاهد، W₂= دور آبیاری 12 روز و W₃= دور آبیاری 17 روز.B₁= شاهد، B₂= مایکوریزا (گلوموس)، B₃= آزوسپیریلوم، B₄= سودوموناس و B5= کود نیتروژن، فسفر و پتاسیم

Figure 6. Interaction effects of irrigation interval and fertilizers on nitrogen content content in Thymus vulgaris. W₁= 7 (control), W₂=12 and W₃= 17 (Irrigation interval). B₁= Contro, B₂= Mycorrhizal (Glomus), B₃=Azospirillum, B₄= Pseudomonas and B5= NPK

شکل 7- اثر متقابل دور آبیاری و کود دهی بر میزان عنصر فسفر در گیاه آویشن باغی. W₁= شاهد، W₂= دور آبیاری 12 روز و W₃= دور آبیاری 17 روز.B₁= شاهد، B₂= مایکوریزا (گلوموس)، B₃= آزوسپیریلوم، B₄= سودوموناس و B5= کود نیتروژن، فسفر و پتاسیم

Figure 7. Interaction effects of irrigation interval and fertilizers on phosphorus content content in Thymus vulgaris. W₁= 7 (control), W₂=12 and W₃= 17 (Irrigation interval). B₁= Contro, B₂= Mycorrhizal (Glomus), B₃=Azospirillum, B₄= Pseudomonas and B5= NPK

نتیجه‌گیری کلی

با توجه به نتایج این تحقیـق چنـین نتیجه‌گیری می‌شود که با افزایش تنش­خشکی، محتوای کلروفیل‌ها و عنصر فسفر کاهش یافت، اما افـزایش محتـوای رنگدانه­ای گیاه و عنصر مذکور با کاربرد کودهای زیستی آزوسپیریلوم و سودوموناس در شـرایط تـنش، مؤیـد تأثیرات مثبت آن‌ها از طریق صفات فیزیولوژیک گیاه است. بنابراین به نظر­می‌رسد که می تـوان بـا کـاربرد کودهای زیستی حـدود رطـوبتی مناسـب برای این گیاه را به نحـوی کـه کـاهش رطوبـت خـاک، بـه کاهش فاحش در میزان رنگدانه­ها و عناصر ماکرو منجر نشود، تغییر داد. در نتیجه، در منـاطقی کـه بـا تنش خشکی شدید همراه هستند، می­تـوان از ایـن راهکـار استفاده کرد و به نظر می­رسد که در راستای نیل به اهداف کشاورزی پایـدار، بـه جـای کودهای شیمیایی قابل توصیه باشد.

REFERENCES

1. Abdalla, M.M. & El-Khoshiban, N. H. (2007). The influence of water stress on growth, relative water content, photosynthetic pigments, some metabolic and hormonal contents of two Triticum aestivum Journal of Applied Science Research, 3, 2062-2074.
2. Abdul-Jaleel, C., Manivannan, P., Sankar, B., Kishorekumar, A., Gopi, R., Somasundaram, R. & Panneerselvam, R. (2007). Pseudomonas fluorescens enhances biomas yield and ajmalicine production in Catharanthus roseus under water deficit stress. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces, 60, 7-11.
3. Abreu, I. N. & Mazzafera, P. (2005). Effect of water and temperature stress on the content of active advances in medicinal. Journal of Spices and Aromatic Crops, 2, 413-416.
4. Alkire, B. H., Simon, J. E., Palevitch, D. & Putievsky, E. (1993). Water management for Midwestern peppermint (Mentha piperita) growing in highly organic soel. Indiana, USA. Acta Horticulture, 344, 544-556.
5. Arnon, A. N. (1967) Method of extraction of chlorophyll in the plants. Agronomy Journal, 23,112-121.
6. Arazmjo, A., Heidari, M. & Ghanbari, A. (2010). The effect of water stress and three sources of fertilizers on flower yield, physiological parameters and nutrient uptake in chamomile (Matricaria chamomilla). Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants, 25(4), 482-494. (In Persian)
7. Askary, M., Behdani, M. A., Parsa, S., Jamialahmadi, M. & Mahmoodi, S. (2016). Assessment of changes in yield components, yield and some physiological traits of Thymus vulgaris and Thymus daenensis Celak under drought stress and application of manure. Environmental Stresses in Crop Science Journal, Accepted for publication.
8. Babaee, K., Amini Dehaghi, M., Modares Sanavi, S. A. M., & Jabbari, R. (2010). Water deficit effect on morphology, prolin content and thymol percentage of thyme (Thymus vulgaris). Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants, 26(2), 239-251. (In Persian with English Summary)
9. Bashan, Y. & Dubrovsky, J. (1996). Azospirillum participation in dry matter partitioning in grasses at the whole plant level. Biology and Fertility of Soils, 23,435-440.
10. Basu M. & Srivastava N. K. (1998). Root endophytes in medicinal plants: their population and effects. Abstract of The 7^th International Congress of Plant Pathology, Edinburgh, Scotland, 9-16 August, 19.
11. Beauchamp C. (1993). Mode of action of plant growth-promoting rhizobacteria and their potential use as biological control agent. Phytoprotection, 74, 19-28.
12. Beneduzi, A., Ambrosini, A. & Passaglia, L. M. (2012). Plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR): their potential as antagonists and biocontrol agents. Genetics and molecular biology, 35, 1044-1051.
13. Bolan, N. (1991). A critical review on the role of mycorrhizal fungi in the uptake of phosphorus by plants. Plant and soil, 134, 189-207.
14. Chalker-Scott, L. (2002). Do anthocyanins function as osmoregulators in leaf tissues? Advances in Botanical Research, 37, 103-106.
15. Chapman, H. D. & Pratt, P. F. (1982). Method of Analysis for Soil, Plants and Water, Chapman Publisher, Riverside, CA.
16. Darzi, M. T., Ghalavand, A. & Rejali, F. (2009). The effects of biofertilizers application on N, P, K assimilation and seed yield in fennel (Foeniculum vulgare).
17. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants, 25(1), 1-19. (In Persian)
18. Devau, N., Cadre, E. L., Hinsinger, P., Jaillard, B. & Gérard, F. (2009). Soil pH controls the environmental availability of phosphorus. Experimental and mechanistic modeling approaches. Applied Geo, 24(11), 2163-2174.
19. Eidizadeh, K. H., Mahdavi Damghani, A. M., Ebrahimpoor, F. & Sabahi, H. (2011). Effects of integrated application of biological and chemical fertilizer and application method of biofertilizer on yield and yield components of maize. Electronic Journal of Crop Production, 4(3), 21-35. (In Persian)
20. Fallah, S., Ghalav, A. & Khajehpour, M. R. (2007). Effect of mixing manure with soil and its integration with chemical fertilizer on yield and yield components of corn (Zea mays). Journal of Water and Soil, 11(40), 233-242. (In Persian)
21. Fallahi, J., Koocheki, A. & Rezvani Moghadam, P. (2009). Effects of biofertilizers on quantitative and qualitative yield of chamomile (Matricaria recutita) as a medicinal plant. Journal of Field Crops Research, 7(1), 127-135. (In Persian).
22. Fu, J. & Huang, B. (2001). In volvement of antioxidant and lipid peroxidation in the adaptation of two cool-season grasses to localized drought stress. Environmental and Experimental Botany, 45, 105-114.
23. Gupta, M., Prasad, A., Ram, M. & Kumar S. (2002). Effect of the vesicular–arbuscular mycorrhizal (VAM) fungus Glomus fasciculatum on the essential oil yield related characters and nutrient acquisition in the crops of different cultivars of menthol mint (Mentha arvensis) under field conditions. Bioresource Technology, 81, 77-79.
24. Hadidi, N. (1999). Germination and early growth of two common bean cultivars as affected by water stress and seed size. DIRASAT. Agricultural Sciences, 26(1), 23- 35.
25. Heshmati, S., Amini Dehaghi, M., Rezazadeh, A. R. & Fathi Amirkhiz, K. (2016). Study the effect of different phosphorus fertilizers on physiological characteristic of photosynthetic pigments and soluble sugars of safflower under water deficit condition. Iranian Journal of Field Crops Research, 14(2), 304-3017. (In Persian)
26. Hughes, S. G., Bryant, J. A. & Smirinoff, N. (1989). Molecular biology application to studies of stress tolerance. In: Plants under stress. Hamlyn, G. J., Flowers, T. J. & Jonea, M. B., editors. New York, Ambridge University Press, 131-135.
27. Hun, H. S. & Lee, K. D. (2005). Plant growth promoting rhizobacteria effect on antioxidant status, photosynthesis, mineral uptake and growth of lettuce under soil salinity. Research journal of agriculture and biological sciences, 1(3), 210-215.
28. Jaleel, C. A., Sankar, B., Murali, P. V., Gomathinayagam, M., Lakshmanan, G. M. A. & Panneerselvam, R. (2008). Water deficit stress effects on reactive oxygen metabolism in­ Catharanthus roseus impact on ajmalicine accumulation. Olloids Surfaces Biointerfaces, 62, 105-111.
29. Jahanshahi, S. H., Baghreizadeh, M. & Abotalebi, A. (2013). Effect of vermi compost, azotobacter and barvar II on some quantitative and qualitative traits of coriander (Coriandrum sativum) Medicinal plant. Journal of Crop Production Research, 4(4), 391-400.) In Persian)
30. Jones, C. A., Jacobsen, J. S. & Wraith, J. M. (2003). The effects of P fertilization on drought tolerance of malt barley. In Westem Nutrient Management Conference, 5, 88-93
31. Jones, H. (1980). Interaction and integration of adaptive response to water stress. Royal Science Society of London, Series B, 273, 193-205.
32. Kafi, M. & Mahdavi. A. (2012). Environmental stresses tolerance mechanisms. Ferdowsi University Publication, Mashhad, Iran, 466p. (In Persian)
33. Kennedy, A. C. & Smith, K. (1995). Soil microbial diversity and the sustainability of agricultural soils. Plant and soil, 170, 75-86.
34. Krizek, D. T., Britz, S. J. & Mirecki, R. M. (1998). Inhibitory effects of ambient levels of solar UV-A and UV-B radiation on growth of cv. new red fire lettuce. Physiologia Plantarum, 103, 1-7.
35. Mahfouz, S. A. & Sharaf-Eldin, M. A. (2007). Effect of mineral vs. biofertilizer on growth, yield and essential oil content of fennel (Foeniculum vulgare ). International Agrophysiocs, 21, 361-366.
36. Marschner, H. (1995). Mineral nutrition of higher plants. 2nd edition, Academic Press. Ltd., London, 862p.
37. Mita, S., Murano, N., Akaike, M. & Nakamura, K. (1997). Mutants of Arabidopsis thaliana with pleiotropic effects on the expression of the gene for beta-amylase and on the accumulation of anthocyanin those are inducible by sugars. Plant Journal, 11, 841-851.
38. Mohammadkhani, N. & Heidari, R. (2007). Effects of water stress on respiration, photosynthetic pigments and water content in tow maize cultivar. Pakistan Journal Biological Science, 10, 4022-4028.
39. Muni Ram, D. & Singh, S. (1995). Irrigation and nitrogen requirements of Bergamot min on a sandy loam soil under sub-tropical conditions. Agricultural water management, 27, 45-54.
40. Narsian V. & Patel, H. (2006). Biodiversity of phosphate solubilizing microorganisms in various rhizosphere soils of Bhavnagar district. Asian Journal of Microbiology Biotechnology and Environmental Sciences, 8(2), 201-204.
41. Olsen, S. R., Cole, C. V., Watanabe, F. S. & Dean, L. A. (1954). Estimation of available phosphorus in soils by extraction with sodium bicarbonate.S. Department of Agriculture Circular .939p.
42. Omidbaigi, R. (2000). Production and processing of medicinal plants. Publications Astan Quds Razavi, Volume III, Second Edition.
43. Pirzad, A., Shakiba, M. R., ZehtabSalmasi, S. & Mohammadi, S. A. (2015). Effects of water stress on some nutrients uptake in Matricaria chamomilla Applied Field Crops Research, 104, 1-7. (In Persian)
44. Rajendran K. & Devaraj P. (2004) Biomass and nutrient distribution and their return of Casuarina equisetifolia inoculated with biofertilizers in farm land. Biomass and Bioenergy. 26: 235-249.
45. Ramroudi, M., Chezgim, M. & Galavi, M. (2017). Effect of methanol spraying on quantitative traits and osmatic adjustments in moldavian (Dracocephlum moldavica) under low irrigation conditions. Iranian Journal of Field Crop Science, 48(1), 149-158. (In Persian)
46. Rezapor, A. R., Heidari, M., Galavi, M. & Ramrodi, M. (2011). Effect of water stress and different amounts of sulfur fertilizer on grian yield, grain yield components and osmotic adjustment in Nigella sativa Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants, 3, 384-396. (In Persian)
47. Salehi, S. P. (2003). Izozyme diversity of peroxidase, leucine aminopeptidase and glutamate oxaloacetate transaminase of fagus orientalis lipsky in beech forests of Iran: 1-15.
48. Salehi, A., Ghalavand, A., Sefidkon, F., Asgharzade, A. & Saeedi, K. (2016). Effects of zeolite, bio and organic fertilizers application on the growth, yield and yield components of German chamomile (Matricaria chamomilla) in organic cultivation. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants, 32(2), 203-215. (In Persian)
49. Sanchez Govin, E., Rodriguez Gonzales, H., Carballo Guerra, C. & Milanes Figueredo, M. (2005). Influencia de los abonos orgánicos y biofertilizantes en la calidad de las especies medicinales Calendula officinalis, Matricaria recutita L. Rev Cubana Plant Med, 10, 1. 1-5.
50. Sangtarash, M. H., Qaderi, M. M., Chinnappa, C. C. & Reid, D. M. (2009a). Differential responses of two Stellaria longipes ecotypes to ultraviolet-B radiation and drought stress Flora-Morphology, Distribution. Flora Morphology Functional Ecology of Plants, 204(8), 593-603.
51. ­Sangtarash, M. H., Qaderi, M. M., Chinnappa, C. C. & Reid, D. M. (2009b). Carotenoid differential sensitivity of canola (Brassica napus) seedlings to ultraviolet-B radiation, water stress and abscisic acid. Environmental and Experimental Botany, 66(2), 212-219.
52. Schutz M. & Fangmeir E. (2001). Growth and yield responses of spring wheat (Triticum aestivum cv. Minaret) to elevated CO2 and water limitation. Environmental Pollution. 114(2), 187-194.
53. Selosse M. A., Baudoin E. & Vandenkoornhuyse P. (2004). Symbiotic microorganisms, a key for ecological success and protection of plants. Comptes rendus biologies, 327, 639-648.
54. Seyoum, A., Asres, K. & El-Fiky, F. K. (2006). Structure radical scavenging activity relationships of flavonoid. Phytochemistry, 67(18), 2058-2070.
55. Sharafzadeh, S. & Zare, M. (2011). Effect of drought stress on qualitative and quantitative characteristics of some medicinal plants from Lamiaceae family. Advances in Environmental Biology, 5(8), 2058-2062.
56. Simon, J. E., Bubenheim, R. D., Joly, R. J. & Chrles, D. J. (1992). Water stress induced alternations in essential oil content and composition of sweet basil. Journal of Essential Oil Research, 4, 71-75.
57. ­Sreevalli, Y., Baskaran, K., Chandrashekara, R. & Kuikkarni, R. (2001). Preliminary observations on the effect of irrigation frequency and genotypes on yield and alkaloid concentration in petriwinkle. Journal of Medicinal and Aromatic Plant Science, 22, 356-358.
58. ­Youssef, A., Edris, A. & Gomaa, A. (2004). A comparative study between some plantgrowth regulators and certain growth hormones producing microorganisms on growth and essential oil composition of Salvia officinalis Plants. Annals of Agricultural Science-Cairo, 49, 299-312.
59. Vessey, J. K. (2003). Plant growth promoting rhizobacteria as biofertilizers. Plant and soil, 25, 571-586.
60. Wise, R. R. & Naylor, A. W. (1987). Chilling enhanced photo-oxidation, the peoxidative destruction of lipids during chilling injury to photosynthesis and ultrasracture. Plant Physiology, 83, 272-2872.
61. Wu, S., Cao, Z., Li Z., Cheung, K. & Wong, M. (2005). Effects of biofertilizer containing N-fixer, P and K solubilizers and AM fungi on maize growth: A greenhouse trial. Geoderma, 125, 155-166.
62. Wu, Q. & Xia, R. (2006). Arbuscular mycorrhizal fungi influence growth, osmotic adjustment and water stress conditions. Journal of Plant Physiology, 163, 417-425
63. Zahir, Z. A., Arshad, M. & Frankenberger, W. T. (2003). Plant growth promoting rhizobacteria: Applications and perspectives in agriculture. Advances in Agronomy, 81, 97-168.
64. Zaidi, A., Khan, M. S. & Amil, M. D. (2003). Interactive effect of rhizotrophic microorganisms on yield and nutrient uptake of chickpea (Cicer arietinum). European Journal of Agronomy, 19, 15-21.
65. Zand, A., Aroiee, H., Chaichi, M. R. & Nemati, S. H. (2017). Effects of bio-fertilizers on some physiological characteristics, essential oil percentage and yield of spearmint (Mentha spicata) under deficit irrigation. Journal of Medicinal and Aromatic Plant Science, 32(1), 112-125. (In Persian)

[1] - Plant Growth Promoting Rhizobacteria, PGPR